Relatório de Glicídios

Relatório de Glicídios

UNIVERSIDADE FEDERAL DO PIAUÍ

CENTRO DE CIÊNCIAS DA SAÚDE – CCS

DEPARTAMENTO DE BIOQUÍMICA E FARMACOLOGIA

DISCIPLINA: BIOQUÍMICA

PROFESSORA: MARIA DAS GRAÇAS CASTELO BRANCO SOARES

REAÇÕES DE CARACTERIZAÇÃO DOS GLÍCÍDIOS

Rodolfo Ritchelle

Saulo Luz de Carvalho

Alan André

Diego Shylton

João Osiel

Francisco Thiago

TERESINA, MARÇO DE 2010

RESUMO

Objetivou-se nesse experimento realizar reações de: identificação de glicídios, glicídios redutores, diferenciação entre aldoses e cetoses e hidrólise de di e polissacarídeos. Para isso, foram usadas reações com iodo (reagente de lugol) e reação de Molish; reação de Benedict; reação de Seliwanoff; hidrólise da sacarose (ácido concentrado) e do amido, respectivamente. Na primeira reação houve a formação de um anel violeta (na interface dos líquidos) quando acrescentado o α-naftol. Com o iodo observou-se uma coloração violeta ao adicionar-se lugol à solução de amido. Na identificação de glicídios redutores, percebeu-se que os compostos que possuíam grupo hemiacetal livre, na presença de reativo de Benedict, tinham caráter redutor. Ao utilizarmos o reagente de Seliwanoff, pode-se diferenciar aldose de Cetose, já que o último reage mais intensamente, formando derivados furfurais de coloração avermelhada. Nas reações de hidrólise de di e polissacarídeos, a sacarose 1% foi colocada em presença de ácido sulfúrico concentrado e sofreu hidrólise, em seguida adicionou-se o reagente de Benedict causando uma redução na sacarose. Já o amido, quando posto em contato com ácido a quente, sofre várias hidrólises tendo dextrinas, glicose e ou maltose como uns dos seus produtos finais.

INTRODUÇÃO

Os glicídios (poliidroxialdeído ou poliidroxicetonas) são as biomoléculas mais abundantes no planeta, tendo como funções básicas: reserva energética e estrutural, Para um entendimento completo dessas moléculas é indispensável o conhecimento de suas estruturas, suas reações e como eles são identificados nos laboratórios. O reagente de molish (solução alcoólica de α-naftol a 5%) sob a ação do ácido sulfúrico concentrada, os glicídios formam o composto furfural ou os seus derivados. Essas substâncias condensam-se com o α- naftol e produzem um composto de cor violeta, mostrando que a reação deu positiva para a presença de glicídios, embora não sendo especifica, pois se processa com outras substancias.

O reagente de lugol(solução com iodo) forma com o amido um complexo de cor azulada, e com o glicogênio cor vermelha, não produzindo coloração com o iodo, celulose, mono e dissacaridios. O reativo de Benedicte (citrato de sódio, carbonato de sódio anidro, e sulfato de cobre) reage em meio alcalino com a hidroxila anomérica livre (oxi-redução) formando óxido de cobre de cor vermelha ou amarela. A reação de Seliwanoff (resorcinol diluído em acido clorídrico) diferencia aldeído de Cetose, formando um composto avermelhado para a função cetose (reação positiva). É bastante comum a utilização de ácidos fortes tais como: ácido clorídrico e ácido sulfúrico concentrado para a hidrólise de osídios (oligossacarídeos e polissacarídeos), para melhores estudos de suas unidades mais simples. (VILLELA, 1973).

Essa prática teve como objetivo a caracterização e demonstração das reações clássicas, com o estudo dirigido para os aspectos qualitativos das reações com os glicídios: Identificação de glicídios, identificação de redutores, diferenciação entre aldoses e cetoses, hidrólise de di e polissacarídeos.

METODOLOGIA

Primeiramente realizou-se a reação com reagente de Molisch (solução alcoólica de α-naftol a 5%). Foram preparados quatro tubos de ensaio (A, B, C, D): no tubo A- 1 ml de água destilado; no tubo B- 1 ml e solução de glicose 1%; no tubo C- 1 ml de solução de sacarose; no tubo D- 1 ml de solução de amido 1%. Adicionaram-se a cada tubo duas gotas de reagente de Molisch - agitando-os. Em seguida, sem agitação e pelas paredes dos tubos, foi adicionado 1 ml de ácido sulfúrico concentrado nos mesmos. Os tubos ficaram em repouso na estante durante cinco minutos.

Na prática seguinte - reação com iodo- preparou-se: tubo A-1 ml de água destilada; tubo B- 1 ml de solução de glicose 1%; tubo C- 1 ml de solução de sacarose 1%; e tubo D- 1 ml de solução de amido. A Cada um foi adicionado duas gotas de reagente de lugol e observou-se o que aconteceu. Logo em seguida aqueceu-se rapidamente o tubo D em banho-maria, até mudar a coloração, e resfriando-o logo após, em água corrente.

Na identificação de glicídios redutores fez-se uso de quatro tubos ( A,B,C e D). Tubo A com 1 ml de água destilada. Tubo B com 1 ml de solução de glicose 1%. Tubo C com 1 ml de solução de sacarose 1%. Tubo D com 1 ml de solução de amido 1%. Cada um recebeu 1 ml de reagente de Benedict ( contém citrato de sódio, carbonato de sódio anidro e sulfato de cobre) e, aquecendo-os em banho-maria fervente por 3 minutos, observou-se o que aconteceu.

Para a diferenciação entre aldoses e cetoses usou-se reagente de Seliwanoff (que contém resorcinol diluído em ácido clorídrico). Inicialmente foi posto 3 ml do reagente nos tubos A, B, C e D (cada). Em seguida, 5 gotas de água destilada em A, 5 gotas de solução de frutose 1% em B, 5 gotas de solução de solução de glicose a 1% em C, e 5 gotas de solução de sacarose 1% em D. Todos foram aquecidos em banho-maria durante 10 minutos.

Na hidrólise da sacarose usou-se um tubo A com 2 ml de solução de sacarose a 1% , acrescidos de 3 gotas de ácido sulfúrico concentrado, e tubo B com 2 ml de solução de sacarose 1% acrescido de 3 gotas de água destilada. Após aquecidos por três minutos em banho-maria, adicionou-se em cada tubo 3 ml de reativo de Benedict. Agitaram-se os mesmos e em seguida colocou-os mais três minutos em banho-maria, e observou-se o que ocorreu.

Colocaram-se em um erlenmeyer 30 ml de amido a 1% , e 6 ml de ácido clorídrico a 2N. Foram preparados 7 tubos de ensaio (A, B, C, D, E, F e G) cada um com 3 ml da mistura acima. Em A juntou-se uma gota de reativo de lugol . Já B, C, D, E, F e G foram postos em banho-maria, retirados após 5, 10, 15, 20, 25 e 30 minutos, respectivamente, e sendo resfriados em água corrente logo em seguida. Em B, C, D, E e F apenas, adicionou-se uma gota de lugol e observou-se o que aconteceu. No tubo G acrescentou-se 3 ml de reativo de Benedict, voltando em seguida ao banho Maria por mais três minuto e observou-se o que ocorreu.

RESULTADOS

De acordo com a experiência observada, pode-se relatar que: na reação de molish apenas os tubos: B, C e D, apresentaram um anel de cor violeta na interfase entre os líquidos. Já o tubo A, não apresentou o mesmo. Na reação com iodo presente no reagente de lugol, percebeu-se que apenas o tubo D, que continha amido a 1% formou um complexo de cor azul. Logo em seguida aqueceu-se o tubo D até a mudança de coloração (cor inicial) e observou-se que, ao esfriar o tubo em água corrente, ele voltava a ficar com a cor azulada.

Na identificação de glicídios redutores percebeu-se que, ao acrescentar o reativo de Benedict, apenas os tubos B e C que continham glicose e frutose, respectivamente, apresentaram-se com uma cor avermelhada, já os tubos, A e D, água destilada e amido a 1%, respectivamente, não se modificarão.

Na reação de seliwanoff, que diferencia aldoses de cetoses, ao colocar 3 mL do reativo de seliwanoff nos tubos A, B, C, D e aquecer, percebeu-se que apenas os tubos B e D, apresentaram uma cor avermelhada, sendo que o tubo D, mostrou um vermelho menos intenso.

Na reação de hidrólise da sacarose percebeu-se que, apenas o tubo A que continha sacarose e acido sulfúrico concentrado, ao aquecer em banho-Maria durante 3 minutos, mostrou uma cor avermelhada.

O amido quando tratado com ácido, a quente sofre uma sucessão de hidrólises originando dexitrinas. Na tabela 1 abaixo, estão presentes todos os resultados relacionados ao experimento da hidrólise do amido.

TABELA 1: REGISTRO DOS PRODUTOS IDENTIFICADOS DURANTE O AQUECIMENTO DA SOLUÇÃO DE AMIDO COM SEUS RESPECTIVOS REATIVOS.

TUBO

Tempo de reação (min)

Cor com o REATIVO DE LUGOL

PRODUTO IDENTIFICADO

A

0

AZUL

AMIDO

B

5

ROXO

AMILODEXTRINA

C

10

VERMELHO

ERITRODEXTRINA

D

15

AMARELO

ERITRODEXTRINA + ACRODEXTRINA

E

20

AMARELO CLARO

ERITRODEXTRINA + ACRODEXTRINA

F

25

INCOLOR

ACRODEXTRINA

COR COM O REATIVO DE BENEDICT

G

30

VERMELHO TIJOLO

GLICOSE E/OU MALTOSE

LEGENDA : MIN corresponde a minutos de aquecimento em banho-Maria a 100°C

FONTE: Laboratório de bioquímica da UFPI. Alunos de Farmácia, 2010.1

DISCUSSÃO

Os carboidratos são biomoléculas mais abundantes do planeta Terra. Cada ano a fotossíntese converte mais de 100 bilhões de toneladas CO2 e H2O em celulose e outros produtos vegetais. Certos carboidratos (açúcar comum e amido) são a maior base da dieta na maior parte do mundo e a oxidação dos carboidratos é a principal via metabólica fornecedora de energia na maioria das células não-fotossintética. Polímeros insolúveis de carboidratos funcionam tanto como elementos estruturais quanto de proteção nas paredes celulares bacterianas e vegetais e nos tecidos conjuntivos de animais. Outros polímeros de carboidratos agem como lubrificantes das articulações esqueléticas e participam do reconhecimento e coesão entre as células. [...] Os carboidratos são poliidroxialdeídos ou poliidroxicetonas ou substâncias que liberam esses compostos por hidrólise. Muitos carboidratos, mas não são todos, tem fórmulas empíricas (CH2O)n; alguns contêm nitrogênio, fósforo ou enxofre. Os carboidratos estão divididos em três classes principais, de acordo com o seu tamanho: monossacarídeos, oligossacarídeos e polissacarídeos. (LEHNINGER, 2006).

No dia-a-dia dos laboratórios, em meio a testes e análises, algumas vezes faz-se necessário a identificação de substâncias desconhecidas pra melhores estudos. Para tanto, existem várias técnicas laboratoriais baseadas em reagentes que são utilizados para a identificação dessas substâncias. Segundo VILELLA (1973), o teste de Molish é considerado uma reação global para glicídios, podendo estar isolados ou associados, entretanto sem muita especificidade, pois há outras substâncias no procedimento. O reagente de Molish é composto por uma solução alcoólica de α–naftol a 5%. Sendo assim, ao adicionar-se a glicídios ácido sulfúrico concentrado(forte ação desidratante), as ligações glicosídicas presentes em moléculas de polissacarídeos são facilmente rompidas resultando em monossacarídeos. Quando os monossacarídeos forem desidratados originam: furfural e hidroximetilfurfural. Que reconhecem, respectivamente, pentoses e hexoses. Ambas são substâncias incolores, então adicionou-se-se o composto fenólico ao meio.

O fenol reage com os produtos incolores e provoca o aparecimento de um anel de coloração violeta. No experimento foram utilizados quatro tubos de ensaio contendo, respectivamente: água destilada, solução de glicose, solução de sacarose e solução de amido, todos com 1mL.Observou-se, então, que nos três últimos houve o surgimento do anel violeta, comprovando a existência de carboidratos.

De acordo com VILELLA (1973), os polissacarídeos são moléculas de elevado peso molecular, cuja unidade fundamental são os monossacarídeos, principalmente a glicose Como exemplos de polissacarídeos importantes na natureza podemos destacar o glicogênio, a celulose e o amido. O amido, polissacarídeo de extrema importância em alimentos, é produzido em grande quantidade nas folhas dos vegetais como forma de armazenamento dos produtos da fotossíntese, e é constituído por dois outros polissacarídeos estruturalmente diferentes: amilose e amilopectina. A molécula da amilose não apresenta ramificações e, no espaço, assume conformação helicoidal (forma de hélice). A ligação entre os átomos de carbono das unidades de glicose são do tipo alfa 1-4. A amilopectina apresenta estrutura ramificada, sendo que os "ramos" aparecem a cada 24-30 moléculas de glicose. A ligação entre as unidades de glicose também é do tipo alfa 1-4 na mesma cadeia. Porém, unindo duas cadeias aparecem ligações do tipo a 1-6. Moléculas de alto peso molecular (como a amilose e a amilopectina) podem sofrer reações de complexação, com formação de compostos coloridos. Um exemplo importante é a complexação da amilose e da amilopectina com o iodo, resultando em complexo azul e vermelho-violáceo, respectivamente. O aprisionamento do iodo dá-se no interior da hélice formada pela amilose. Como a amilopectina não apresenta estrutura helicoidal, devido à presença das ramificações, a interação com o iodo será menor, e a coloração menos intensa. No laboratório utilizou-se, nos tubos de ensaio, água destilada, soluções (1mL a 1%) de glicose, sacarose e amido, respectivamente. E as colorações percebidas foram, nessa ordem: alaranjado, alaranjado, alaranjado e roxo.

Ainda segundo VILELLA (1973) alguns carboidratos possuem um grupamento -OH (hidroxila) livre no carbono 1 de suas moléculas, enquanto outros não. Observa-se que os açúcares que apresentam a hidroxila livre no C-1 são bons agentes redutores. Por esse motivo a extremidade que contém o -OH passa a ser chamada extremidade redutora e o açúcar, de açucar redutor . A capacidade que esses compostos apresentam de reduzir íons metálicos em soluções alcalinas é um bom método de identificação desses compostos.

A reação é feita em meio básico porque, nessa condição, a porcentagem de enedióis é maior. Para essa reação, colocou-se sobre observação tubos de ensaio contendo água destilada e 1mL de glicose, frutose e amido, ocorreu redução; no segundo tubo devido a presença do grupo hemiacetal livre verificou-se uma coloração avermelhada mostrando que houve redução;o mesmo foi observado com a frutose; com o amido também percebeu-se redução, porém com uma coloração mais fraca.

A sacarose, o açúcar comum comercial, é amplamente distribuído entre as plantas superiores. É hidrolisada com grande facilidade por ácidos diluídos, resultando da reação o ´´ açúcar invertido``, isto é, a mistura equimolar de D-glicose e D-frutose, que é levogira, porque a frutose possui rotação específica negativa (-92,4º) mais alta do que a rotação específica positiva da glicose (+52,7º). A reação é chamada de inversão e é estritamente monomolecular, isto é, a fração da sacarose presente, cindida por unidade de tempo, é constante. Assim, a velocidade da reação depende exclusivamente da concentração de sacarose. A inversão da sacarose pode ser efetuada também enzimaticamente. A invertase, que cinde os b-frutosídeos, e as a-glicosidases são as enzimas que catalisam a sua hidrólise, VILELLA (1973). Na hidrólise da sacarose foram preparados dois tubos de ensaio com solução de sacarose e em seguida adicionou-se ácido sulfúrico concentrado(3 gotas) e água destilada, respectivamente. Os tubos foram colocados em banho-maria, e depois acrescentados reativo de Benedict. Logo após agitou-se a solução, e se colocou novamente em banho-maria. Observou-se, então, que somente no tubo que continha ácido concentrado houve reação percebendo-se uma coloração avermelhada comprovando a hidrólise da sacarose pelo acido.

Na hidrolise do amido colocaram-se em um erlenmeyer 30 ml de amido a 1% , e 6 ml de ácido clorídrico a 2N. Foram preparados 7 tubos de ensaio (A, B, C, D, E, F e G) cada um com 3 ml da mistura acima. Em A, B, C, D, E e F juntou-se uma gota de reativo de lugol. Em A, a solução ficou com cor azul, pois só tinha em solução amido. Já B, C, D, E, F e G foram postos em banho-maria, retirados após 5, 10, 15, 20, 25 e 30 minutos..Em B apresentou uma cor roxa, pois em solução tinha amilodextrina. Em C apresentou uma cor avermelha, tinha em solução eritrodextrina, em D amarela tendo eritrodextrina e acrodextrina, em E apresentou-se um amarelo mais claro, tendo uma maior quantidade de acrodextrina e menor quantidade eritrodextrina. Em F não apresentou coloração (incolor), pois possuia apenas acrodextrina. No tubo G acrescentou-se 3 ml de reativo de Benedict, voltando em seguida ao banho Maria por mais três minuto, percebeu-se uma cor vermelho tijolo, pois em solução tinha a glicose, um grupo redutor. Percebeu-se então que a medida que aquece a solução com amido em banho-maria, a solução vai se hidrolisando em moléculas menores até o seu monômero básico. (CISTERNAS, 2001 )

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS

  • Nelson, D.L., COX, M.M. Lehninger: princípios de bioquímica.4.ed.São Paulo:SARVIER, 2006.

  • DEVLIN, T.M. Manual de Bioquímica com Correlações Clínicas. 6. ed. São Paulo: Edgard Blücher, 2007. 1186p.

  • VILELLA, BACILA, TASTALDI. Tecnicas e experimentos de bioquimica. 1973

  • CISTERNAS, J. R., MONTE, O., VARGA, J.Fundamentos de bioquimica experimental. 2. ed. Sao Paulo: Atheneo, 2001. 276p

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