Colégio Dr. Clóvis Belivácqua Patologia Clínica – 3° P

Profª Georgia Winkler

Os exames parasitológicos podem ser qualitativos ou quantitativos, apresentando diferentes sensibilidades na detecção de ovos e larvas de helmintos e cistos de protozoários. O sucesso diagnóstico das parasitoses depende da coleta das fezes e do número de amostras (geralmente três).

É recomendado que a amostra seja colhida no laboratório, num recipiente seco, numa quantidade mínima de 100 gramas, e que seja analisada o mais rápido possível, para que não ocorra a deterioração dos parasitas mais frágeis. Quando não é possível se seguir essas especificações, as amostras deverão ser colocadas em recipientes que contenham conservantes, afim de preservar as formas parasitárias existentes.

Uma vez no setor técnico, deve-se empregar os métodos diagnósticos mais indicados e específicos para a amostra em questão. Os métodos de concentração fecal geralmente mais empregados são: - Método de Hoffmann (Lutz, Hoffmann, Pons e Janer): sedimentação espontânea, mais indicado para a detecção de ovos pesados (A . lumbricoides inférteis, T. trichiura e S. mansoni)

- Método de Faust: centrífugo flutuação, mais indicado para a detecção de ovos leves (A .

duodenale , N. americanus, A. lumbricoides férteis, H. nana) e cistos de protozoários (G.

la mblia e E. histolytica).

Deve-se salientar ainda que, o histórico do paciente e o exame macroscópico das fezes são dados importantíssimos que participam da escolha do método parasitológico a ser empregado. A estão descritas algumas das metodologias protoparasitológicas empregadas em laboratório clínico.

MÉTODO DIRETO Material: lâmina, lamínula, água, lugol, microscópio ótico. Método: Diluir pequena quantidade de fezes (grão de arroz), em 01 gota de água sobre a lâmina. Adicionar 01 gota de lugol, homogeneizar, cobrir com lamínula e realizar leitura em microscópio ótico.

MÉTODO À FRESCO Material: lâmina, lamínula, solução salina a 37°C, lugol, microscópio ótico Método: Idem ao direto, porém utilizando-se solução salina a 37°C ao invés de água.

MÉTODO DE HOFFMANN Material: béquer pequeno (ou copinho de plástico), espátula de madeira, gaze ou tamis (peneira), taça de sedimentação, pipeta Pasteur (canudinho), lâmina, lugol, lamínula, microscópio ótico. Método: Dissolver de 2 a 5 g de fezes no béquer com um pouco de água. Coar a suspensão em gaze ou tamis, em uma taça de sedimentação. Deixar sedimentar por um período de 2 a 24 horas. Após sedimentação, com o auxílio de uma pipeta Pasteur (canudinho), coletar do fundo cônico da taça um pouco do sedimento. Passar o material para uma lâmina de vidro, adicionar 01 ou 02 gotas de lugol, cobrir com lamínula e realizar leitura em microscópio ótico.

Material: béquer pequeno, espátula de madeira, gaze ou tamis, tubo cônico, água, centrífuga, pipeta Pasteur, lâmina, lugol, lamínula, microscópio ótico. Método: Dissolver cerca de 1 a 2 g de fezes em béquer com um pouco de água. Coar a suspensão em gaze ou tamis, em um tubo cônico, enchendo-o até a marcação de 10mL. Centrifugar o tubo por 1 min a 2500 rpm. Desprezar o sobrenadante e ressuspender o sedimento. Repetir a lavagem do material por 2 a 3 vezes, sempre ressuspendendo o sedimento antes de cada lavagem. Na última lavagem, com a pipeta Pasteur, colher um pouco do sedimento, passando-o para uma lâmina de vidro. Adicionar 01 gota de lugol, cobrir com lamínula e realizar leitura em microscópio ótico.

MÉTODO DE FAUST E COLABORADORES Material: béquer pequeno, espátula de madeira, gaze ou tamis, tubo cônico, água, solução de sulfato de zinco a 3%, centrífuga, alça de platina, lâmina, lugol, lamínula, microscópio ótico. Método: Dissolver cerca de 1 a 2 g de fezes em béquer com um pouco de água. Coar a suspensão em gaze ou tamis, em um tubo cônico, enchendo-o até a marcação de 10mL. Centrifugar o tubo por 1 min a 2500 rpm. Desprezar o sobrenadante e ressuspender o sedimento. Repetir a lavagem do material por 3 a 4 vezes, sempre ressuspendendo o sedimento antes de cada lavagem. Na última lavagem, decantar o sobrenadante, ressuspender o sedimento muito bem, e completar os 10 mL do tubo com solução de sulfato de zinco a 3%. Centrifugar o tubo por 1 min a 2500 rpm. Com a alça de platina dobrada em “L” (90°), colher o material da superfície do tubo, passando-o para uma lâmina de vidro (2 ou 3 pescadas). Adicionar 01 gota de lugol, cobrir com lamínula e realizar leitura em microscópio ótico.

MÉTODO DE CENTRÍFUGO FLUTUAÇÃO (RITCHIE; MIF ou MIFC) quando as fezes são conservadas em formol a 10%, a técnica tem o nome de “Método de Ritchie” ou “formoléter”. Quando as fezes são conservadas em MIF, o nome é “Método de Blagg” ou “MIFC”.

• Método de Ritchie

Material: frasco coletador com formol a 10%, gaze ou tamis, tubo cônico, solução de étersulfúrico, centrífuga, bastão, algodão, pipeta Pasteur, solução salina, lugol, lâmina, lamínula, microscópio ótico. Método: Coletar as fezes recém emitidas em frasco com formol a 10%, homogeneizando bem durante 2 minutos. Filtrar 1 ou 2 mL da suspensão em gaze ou tamis num tubo cônico. Adicionar 4 a 5 mL de éter-sulfúrico, arrolhar o tubo e agitar vigorosamente (importante para desengordurar o material). Centrifugar por 1 min a 1500 rpm. Com o auxílio de um bastão, retirar a camada de detritos. Desprezar o líquido, e limpar com algodão as paredes do tubo (que deve permanecer de boca para baixo). Acrescentar gotas de salina e/ou lugol ao sedimento. Com o auxílio de uma pipeta, colher uma gota do sedimento, colocar e lâmina, cobrir com lamínula e realizar leitura em microscópio ótico.

• Método MIF ou MIFC

Material: Coprotest (frasco de coleta que contém conservador MIF), tubo cônico, solução de acetato de etila ou éter, centrífuga, bastão, algodão, pipeta Pasteur, solução salina, lugol, lâmina, lamínula, microscópio ótico. Método: Coletar as fezes recém emitidas em frasco Coprotest, homogeneizando bem durante 2 min. Transferir a suspensão para um tubo cônico, e acrescentar 3 mL de acetato de etila ou éter, arrolhar o tubo e agitar vigorosamente. Centrifugar por 3 min a 1500 rpm. Com o auxílio de um bastão, retirar a camada de detritos. Desprezar o líquido, e limpar com algodão as paredes do tubo (que deve permanecer de boca para baixo). Acrescentar gotas de salina e/ou lugol ao sedimento. Com o auxílio de uma pipeta, colher uma gota do sedimento, colocar e lâmina, cobrir com lamínula e realizar leitura em microscópio ótico.

MÉTODO DE KATO-KATZ (para fezes pastosas)

Material: Kit para exame parasitológico de fezes qualitativo e quantitativo de Kato-Katz (lamínulas confeccionadas em papel celofane preparadas com glicerina + verde de malaquita a 3%, tela metálica com orifícios de 200µ, cartões plásticos de 0,137 m de espessura com orifício no meio de 6 m de diâmetro, palitos de plástico), lâminas de vidro. Método: Comprimir a tela metálica contra a superfície das fezes (pelos orifício passam os ovos de helmintos e os detritos menores). Com o palito, raspar uma pequena quantidade das fezes passadas pela malha, e preencher o orifício central do cartão de plástico, o qual deve estar colocado sobre a lâmina de vidro, nivelando a superfície com o palito. Retirar cuidadosamente o cartão, deixando as fezes sobre a lâmina de vidro. Com a lâmina de papel celofane preparada, cobrir as fezes, inverter a lâmina sobre um folha de papel absorvente e fazer compressão uniforme, para que o material se espalhe sem extravasar. Aguardar 1 ou 2 horas e realizar a leitura em microscópio ótico de toda a superfície da lâmina de celofane. O número de ovos contados, multiplicado pelo fator 24, corresponderá ao número de ovos por grama de fezes.

Comentários