Colheita e Preservação e Exame macroscópico da Amostra Fecal

Colheita e Preservação e Exame macroscópico da Amostra Fecal

Colheita e Preservação e Exame macroscópico da Amostra Fecal

  • Grupo: Danielle, Guilherme, Luana e Ketlyn

  • 4º período

Colheita e Preservação da Amostra Fecal

  • A maioria dos parasitos intestinais é diagnosticado pelo exame de fezes.

  • Estágios:

    • Ovos e larvas de helmintos
    • Trofozoítos, cistos, oocistos e esporos de protozoários.

Colheita e Preservação da Amostra Fecal

  • O espécime deve ser colhido sem contaminação e quando necessário, deve ser preservado.

  • Material fecal inadequadamente colhido, velho ou mal preservado é de pequeno valor para diagnóstico.

Colheita e Preservação da Amostra Fecal

  • Alguns vermes adultos de Ascaris lumbricoides, Enterobius vermiculares, proglotes de Taenia spp. e de Dipylidium caninum podem ser encontrados no bolo fecal, por isso o exame macroscópico deve preceder o microscópico.

Colheita:

  • Fatores que devem ser considerados:

    • Tipo do recipiente;
    • Volume;
    • Idade da amostra;
    • Medicamentos e compostos químicos.

Colheita:

  • Informações indispensáveis na amostra:

    • Nome do paciente;
    • Número de identificação;
    • Nome do médico;
    • Data e horário da coleta.

Colheita:

  • Recipiente:

    • Limpo e seco, boca larga, capacidade aproximada de 100 ml e vedação hermética.
    • Devem ser colhidas
    • diretamente no frasco ou
    • em urinol, ou em papel
    • limpo e transferidas para
    • o frasco.

Colheita:

  • Quantidade mínima: 20 a 30 g.

  • Fezes pastosas ou mucosas: esfregaços corados.

  • Porções formadas: técnicas de concentração.

  • A amostra não deve ser incubada (37°C) ou congelada antes do exame.

Colheita:

  • Medicamentos e produtos químicos tornam a amostra insatisfatória:

      • Antidiarréicos
      • Antibióticos
        • Tetraciclina
      • Antiácidos
      • Derivados de bismuto e bário
        • Exames radiológicos
      • Vaselina
      • Óleos minerais

Colheita:

  • Em uma única passagem são revelados 1/3 à ½ das espécies presentes na amostra fecal.

  • A coleta de amostras múltiplas aumenta a possibilidade de encontrar organismos, em razão:

      • Da intermitência da passagem de certos parasitos a partir do hospedeiro
      • Da distribuição não uniforme dos ovos de helmintos
      • Dos estágios dos protozoários
      • Das limitações das técnicas de diagnóstico.

Colheita e Preservação da Amostra Fecal

  • Fezes colhidas em caixas de papel, o recipiente deve ser queimado;

  • Quando colhidas em metal ou vidro, deixar submerso em solução de formaldeído a 10% antes do descarte;

  • Materiais como: lâminas, vidrarias, espátulas, gaze, devem ser submersos em desinfetante por 1 hora antes de serem lavados ou descartados.

Preservação da Amostra Fecal

  • A preservação permanente de trofozoítos, cistos, ovos e larvas é realizada por meio de vários preservadores:

    • Formalina
    • Mertiolato-iodo-formaldeído (MIF)
    • Acetato de sódio-ácido acético-formaldeído (SAF)
    • Álcool polivilínico (fixador APV)
    • Líquido de Schaudinn e fenol-álcool-etílico-formaldeído (PAF)

Solução de Formaldeído:

  • É usada para a preservação dos estágios de diagnóstico de protozoários e helmintos.

  • Concentrações:

    • 5%: preservação de cistos de protozoários
    • 10%: oocistos de coccídeos, esporos de microsporídeos, ovos e larvas de helmintos.

Solução de Formaldeído:

  • Vantagens

      • Excelente preservador (cistos e oocistos de protozoários e ovos e larvas de helmintos);
      • Mantém a morfologia dos organismos por longo período;
      • De fácil preservação e longo período de validade.
  • Desvantagens

      • Esfregaços permanentes corados não podem ser preparados com espécimes preservados pelo formaldeído;
      • Preservação inadequada da morfologia dos trofozoítos dos protozoários;
      • Pode interferir com a técnica de PCR.

Fixador de Schaudinn

  • Usado na preservação de fezes frescas ou amostras da superfície da mucosa intestinal.

  • Preparação de esfregaços permanentes corados para a demonstração de protozoários intestinais.

  • Problema: presença do cloreto de mercúrio-II, substância tóxica, os frascos devem ser etiquetados como VENENO.

Fixador Álcool Polivinílico (APV)

  • É uma resina solúvel em água, que é incorporada ao fixador de Schaudinn.

  • Vantagens

      • Excelente preservador de trofozoítos e cistos de protozoários para a coloração de esfregaços permanentes
      • Muito boa adesão das amostras fecais à lâmina
      • Longo período de validade (meses a anos)
      • Os organismos são fixados em uma a duas horas.
  • Desvantagens

      • Contêm cloreto de mercúrio-II
      • Difícil preparação no laboratório
      • A morfologia de alguns ovos e larvas pode ser distorcida.

Fixador Mertiolato-Iodo-Formaldeído (MIF)

  • Vantagens

      • No exame direto a fresco os reagentes preservam e coram simultaneamente os organismos
      • De fácil preparação
      • Longo período de validade
      • Cistos de protozoários e ovos e larvas de helmintos podem ser diagnosticadas a partir de esfregaços temporários a fresco.
  • Desvantagens

      • A morfologia dos organismos é alterada nos esfregaços permanentes corados
      • Técnicas de concentração podem apresentar resultados insatisfatórios.

Fixador Acetato de Sódio-Ácido Acético-Formaldeído (SAF)

  • É uma combinação de formaldeído com o acetato de sódio.

  • É estável e não é tóxica

  • Vantagens

      • Pode ser usado em técnicas de concentração e na preparação de esfregaços permanentes corados
      • De fácil preparação
      • Longo período de validade
      • Os organismos são fixados em 1 a 2 horas.
  • Desvantagens

      • Possui fracas propriedades adesivas
      • Requer o uso de albumina fixadora de Mayer
      • A morfologia dos protozoários não apresentam resultados regulares de coloração quando corados pelo tricômico.

Fixador Fenol-Álcool-Formaldeído (PAF)

  • É usado para a preservação de trofozoítos e cistos de protozoários e ovos e larvas de helmintos.

  • Os espécimes podem ser examinados diretamente, usando corantes especiais.

  • Apresentam bons resultados quando corados pela tionina ou pelo azur A

Albumina fixadora de Mayer

  • Quando o material fecal é fixado pelo SAF, a albumina fixadora de Mayer é indicada como adesivo do material à lâmina de microscopia para a preparação de esfregaços permanentes.

    • Reagentes:
      • Clara de ovos de galinha
      • Glicerina
      • Salicilato de sódio, timol, tintura de mertiolato, formaldeído 37% a 40%.

Controle de qualidade (CQ) dos preservadores

  • Os preservadores são testados pelo fabricante com protozoários vivos antes de o produto ser vendido.

  • As soluções devem ser controladas com frequência e devem seguir uma rotina de controle de qualidade.

Controle de qualidade (CQ) dos preservadores

  • A fixação apropriada depende dos seguintes parâmetros:

      • Observar o tempo limite entre a excreção da amostra fecal e a preservação
      • Usar correta proporção entre o preservador e a amostra fecal
      • Misturar vagarosamente o preservador e a amostra.
  • Usar os corantes apropriados para cada preservador.

Exame macroscópico da amostra fecal

  • Deve sempre anteceder o exame microscópico;

  • Deve-se determinar:

    • Consistência
      • Fezes formadas
      • Semiformadas
      • Pastosas
      • Líquidas
    • Cor
      • Produtos químicos ou medicamentos
    • Odor
    • Presença de sangue ou muco
      • Problemas do trato gastrointestinal
    • Presença de proglotes e vermes adultos

Exame macroscópico da amostra fecal

  • O material fecal líquido ou pastoso deve ser examinado primeiro, sendo seguido pelos espécimes semiformados e formados.

    • Trofozoítos: fezes líquidas, pastosas e mucosanguinolentas
    • Cistos: fezes formadas ou semiformadas
    • Ovos e larvas de helmintos: todos os tipos
    • O exame macroscópico pode ser realizado pela simples observação ou pela tamisação.

Simples observação

  • Examinar e revolver com bastão de vidro todo o material fecal evacuado.

Tamisação

  • Emulsionar as fezes com água e coar a emulsão com peneira metálica.

  • Vermes adultos como Ascaris lumbricoides e Enterobius vermiculares, proglotes de tênias ou outros helmintos podem ser encontrados.

Identificação de Proglotes de Taenia spp.

  • Dois métodos principais:

    • Método do Ácido Acético Glacial
      • Depois de colocada em uma placa de petri com o ácido, a proglote é comprimida entre duas lâminas.
    • Tinta da China
      • Injeção da tinta nas proglotes grávidas cora as ramificações uterinas mostrando as diferenças entre as tênias.

FIM

  • Bibliografia:

    • Carli, G.A; Parasitologia Clínica. Ed. Atheneu.

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