Teste de transpiração e gutação

Teste de transpiração e gutação

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1 INTRODUÇÃO

A água é uma das substâncias mais comuns e mais importantes na superfície da Terra, foi nela que a vida evoluiu na água e é nela que se processam os principais processos bioquímicos (Larcher, 1995). Os tecidos moles das plantas são constituidos em 90% a 95% por água. Apesar de terem de garantir uma percentagem tão elevada de água no seu corpo as plantas não se podem deslocar para a ir buscar. Assim, a compreensão da forma como as plantas a vão obter, distribuir pelos diferentes tecidos do seu corpo e como a conseguem armazenar é um dos aspectos fundamentais da Fisiologia Vegetal.

De toda a água absorvida pelo sistema radicular apenas uma pequena fracção fica retida na planta. A maior parte é evaporada pela parte aérea para o ar circundante.

A esta perda de água pelas plantas, na forma de vapor, dá-se o nome de transpiração. A transpiração nas plantas pode ser cuticular, lenticular e estomática (Salisbury & Ross, 1992). A primeira é uma interface líquido-vapor na qual ocorre a evaporação, as outras duas são uma via estrutural para o movimento do vapor que existe entre um espaço já preenchido com vapor de água e a atmosfera.

Os estomas controlam a difusão de CO2 para dentro das folhas para que possa ocorrer fotossíntese e a difusão de vapor de água para fora das folhas no processo da transpiração. Uma regulação eficaz da abertura estomática é fundamental para que as plantas possam ter um bom desenvolvimento. Assim, as células guarda possuem uma rede muito sofisticada de vias de sinalização que respondem a uma multiplicidade de factores internos e externos, de forma a controlar a abertura estomática. A compreensão desses factores e das respostas que induzem da parte das células guarda constituem hoje em dia um dos campos de maior desenvolvimento em Fisiologia Vegetal.

Além da perda de água na forma de vapor que ocorre na transpiração, as plantas também perdem água na forma líquida no processo denominado gutação. Este ocorre quando o ar está saturado de vapor de água, de modo que a transpiração diminui ou pára.

Esta saída de água no estado líquido ocorre através de estruturas chamadas hidátodos. Estes secretam água que é levada para a superfície da folha pelos traqueídios terminais dos feixes vasculares. Esta água passa através dos espaços intercelulares do parênquima do hidátodo que não possui cloroplastos e que é denominado epitema. Os espaços intercelulares abrem para o exterior através de poros especiais que são originariamente estomas que permanecem sempre abertos (Da Costa, 2001).

Todos os factores exógenos e endógenos que afectam a transpiração estão sujeitos a alterações durante o dia, originando uma periodicidade diúrna na taxa a que este processo ocorre. Para a maior parte das plantas durante a noite a taxa de transpiração é geralmente baixa, perto de zero, aumentando depois do nascer do Sol até atingir um máximo ao meio-dia. Da parte da tarde a transpiração começa a diminuir até atingir, ao entardecer, os valores mínimos, semelhantes aos da noite (Sebanek, 1992).

Uma maneira prática de conhecermos o estado hídrico duma planta é através da medição do seu potencial hídrico (representado pela letra grega psi - Y), que é o trabalho necessário para elevar a água ligada ao nível potencial da água pura (Larcher, 1995).

A água só se move espontâneamente duma zona de potencial químico mais elevado para uma zona de potencial químico mais baixo. À medida que a água se move ao longo do gradiente do seu potencial químico, liberta energia livre, de modo que este fluxo tem a capacidade de realizar trabalho (Da Costa, 2001). Portanto, diante do exposto, o presente trabalho teve como objetivo a verificação das medidas de transpiração e gutação de plantas de milho (Zea mays).

2 MATERIAL E MÉTODOS

A verificação foi realizada no Laboratório de Morfologia Vegetal do Campus 2 da Pontifícia Universidade Católica do Paraná (PUC-PR), São José dos Pinhais, PR.

Foram utilizadas para a verificação plantas de milho (Zea mays) que estavam plantadas em vasos de PVC.

Para verificar a transpiração utilizou-se o seguinte método: a terra ao redor do caule foi coberta com algodão e regada abundantemente, escorreu-se o excesso de água e envolveu-se o vaso com um saco plástico para impedir a evaporação da água. As plantas foram mantidas sob luz contínua e ventilador ligado. Os vasos foram pesados no momento da instalação após 24 horas e no 6º e 7º dia.

Para verificar a gutação utilizou-se o seguinte método: colocou-se a planta dentro de um saco plástico transparente e prendeu-se o plástico ao vaso com um elástico deixando a parte inferior do vaso livre. Os resultados foram observados somente após 24 horas.

3 RESULTADOS E DISCUSSÕES

Para a transpiração foi observado a variação no peso do vaso como consta na gráfico abaixo:

Figura 1 – Variação no peso do vaso

No sexto e no sétimo dia observou-se que a umidade relativa do ar estava próxima de 100%.

Para a gutação foi observado a formação de gotículas de água nas folhas da planta e no plástico que a envolvia.

Figura 2 - Condensação da água

Figura 3 – Gutação

Figura 4 - Gutação

As células vegetais funcionam como osmómetros com um compartimento interno, o protoplasto, envolto pela membrana plasmática semipermeável, isto é, permeável à água e impermeável aos solutos. Uma vez que a água permeia facilmente a membrana plasmática, o potencial hídrico dentro das células equilibra-se com o ambiente circundante dentro de segundos, ainda que seja preciso mais tempo para todas as células num tecido se equilibrarem com uma solução exterior (Jones, 1992).

A actividade bioquímica do protoplasma é mais inflenciada pelo estado termodinâmico da água que pela quantidade total de água que contém. O estado termodinâmico da água numa célula vegetal pode ser comparado com o potencial químico da água pura e a diferença expressa em termos de energia potencial (Da Costa, 2001).

Os estomas respondem à luz vermelha e à luz azul aumentando as suas aberturas. Pensa-se que o receptor da luz vermelha é a clorofila e o efeito da radiação com estes c.d.o. está relacionado com a fotossíntese, quer directamente na redução fotossintética do CO2 (Talbott & Zeiger, 1998) quer pelo aumento do teor em ATP utilizado no funcionamento das H+-ATPase necessárias para a entrada do K+ nas células guarda (Schroeder, 2001).

Quando os estomas estão fechados, a densidade de pressão de vapor nos espaços intercelulares está muito perto da saturação. Nestas condições o potencial da água nas paredes das células está muito próximo de zero, assim como o potencial hídrico das células do mesófilo com o qual aquela água está em equilíbrio (Meidner & Sheriff, 1976).

Mesmo quando o potencial hídrico das células diminui drásticamente, devido à perda de turgidez ou diminuição do potencial osmótico, o sistema contínuo de água na planta permite o fornecimento de água para as células do mesófilo, assim como para os locais de evaporação (Meidner & Sheriff, 1976).

O grau de saturação mantido nos espaços intercelulares, quando os estomas abrem, depende da taxa de difusão do vapor para o exterior, e esta depende por sua vez, da resistência estomática e da densidade de pressão de vapor da atmosfera (Meidner & Sheriff, 1976).

Estudos da abertura estomática em função da temperatura mostram um óptimo de temperatura bastante largo, entre os 32 e os 38 ºC, para muitas espécies. No entanto, a variação é pequena, sendo Q10 = 2 entre 18 e 35 ºC, e assim, os efeitos directos de pequenas mudanças de temperatura (2 ou 3 ºC), são geralmente pouco significativos dentro desta gama de valores (Sebanek, 1992).

Os efeitos dos movimentos do ar nas taxas de transpiração são muito complexas. O aumento do vento reduz a camada de ar adjacente às folhas (“boundary layer”), o que se traduz num aumento da transpiração, mas a longo prazo a taxa de transpiração diminui devido ao fecho estomático (Kramer & Boyer, 1995).

As células guarda reagem a diferenças de humidade do ambiente muito rapidamente. Assim, há dados que apontam para uma maior abertura dos estomas de certas espécies, quando em ambientes de elevada humidade relativa, e uma menor abertura em ambientes mais secos (Kramer & Boyer, 1995)

Verificou-se que, numa planta de milho, cerca de 98 % da água absorvida é evaporada pela planta, 1.8 % é retida na planta e apenas 0.2 % é utilizada na fotossíntese (Da Costa, 2001).

4 CONCLUSÃO

A transpiração consiste na saída de vapor de água da planta, através dos estomas situados na epiderme duma folha e representa um dos processos de maior importância na interacção entre a planta e o ambiente. Fato comprovado pela redução do peso inicial do vaso, peso que manteve-se igual no sexto e no sétimo dia devido ao ar estar saturado de vapor de água, de modo que a transpiração diminuiu ou parou.

A gutação ocorreu devido ao plástico que a envolvia, fazendo com que a atmosfera interna fosse diferente da externa. Inicialmente a planta transpirou (fato comprovado pelas gotículas de água que condensaram na superfície interna do plástico), aumentando a umidade da atmosfera interna. Quando o potencial hídrico da atmosfera interna ficou maior que o potencial hídrico das folhas da planta a transpiração parou, mas a absorção de água pelas raízes da planta não, fazendo com que as folhas da planta perdessem água no estado líquido pelos hidátodos (gutação).

REFERÊNCIAS

DA COSTA, Alexandra Rosa. As relações hídricas das plantas vasculares. Departamento de Biologia Universidade de Évora Portugal, 2001. Disponível em: http://www.angelfire.com/ar3/alexcosta0/RelHid/Rhw7.htm (acesso 10 de set 09)

LARCHER, W. (1995) “Physiological Plant Ecology” Springer, Berlin.

SALISBURY, F.B. e C.W. ROSS (1992) “Plant Physiology” 4th Ed. Wadsworth Publishing Company, California.

JONES, H.G. (1992) “Plants and Microclimate: a quantitative approach to environmental plant physiology”, 2nd. Ed., Cambridge University Press, Cambridge.

TALBOTT, L.D. & E. ZEIGER (1998) – “The role of sucrose in guard cell osmoregulation” Journal of Experimental Botany 49:329-337.

SCHROEDER, J.I.; G.J. ALLEN; V. HUGOUVIEUX; J.M. KWAK & D. WANER (2001) “Guard cell signal transduction” Ann. Rev. Plant Physiol. Plant Mol. Biol. 52: 627- 658.

SEBANEK, J. (1992) “Plant Physiology” Elsevier.

KRAMER, P.J. & BOYER, (1995) “Water relations of plants and soils” MacGraw-Hill, New York.

MEIDNER, H. e D.W. SHERIFF (1976) “Water and Plants” Blackie, Glasgow and London

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