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Análises Físico-Químicas e Bacteriológicas de Mel, Notas de estudo de Química Industrial

Análises Físico-Químicas e Bacteriológicas de Mel, MUITO BOA APOSTILA

Tipologia: Notas de estudo

2011
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Compartilhado em 22/02/2011

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isael-pereira-costa-2 🇧🇷

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Baixe Análises Físico-Químicas e Bacteriológicas de Mel e outras Notas de estudo em PDF para Química Industrial, somente na Docsity! UNIVERSIDADE FEDERAL DO MARANHÃO PRÓ-REITORIA DE EXTENSÃO CENTRO DE CIÊNCIAS EXATAS E TECNOLOGIA DEPARTAMENTO DE TECNOLOGIA QUÍMICA CURSO DE ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS E MICROBIOLÓGICAS DE MEL DE ABELHA São Luís 2008 1 INTRODUÇÃO O mel floral é um produto obtido do néctar das flores, que é processado por insetos sociais em especial as abelhas, que possuem toda a sua anatomia adaptada, onde sua anatomia interna é utilizada para armazenar, transportar o néctar das flores, bem como transformar o néctar em mel e transportar a água coletada no campo (ANEXO A). Segundo Guedes (2000), em artigo para o Almanaque Rural Apicultura, as abelhas então produzem o mel com características que variam de acordo com o tipo floral visitado. (Figura 1). Figura 1 - Abelha sem ferrão não identificada. Para produzir 100 g de mel uma abelha deve visitar cerca de um milhão de flores com ajuda de sua problocide (tromba), a abelha suga o néctar e o armazena em seu estômago de mel, voltando para a colméia. Uma abelha sem carga voa a 65 km/h, juntando-se a sua colheita, cujo peso pode alcançar 1/4 do peso do seu corpo, ela diminui a sua velocidade de vôo para 30 km/h. Para obter 1 kg de mel, a abelha deve levar para colméia de 120.000 a 150.000 cargas de néctar. Se as flores, das quais as abelhas coletam a substância adocicada, estão a 1,5 km da colméia, para transportar cada 963 cargas cada abelha terá que voar 3 km. Conseqüentemente deverá percorrer um total de 360.000 a 460.000 km, para produzir um quilo de mel. (FUENTES, 2004). Nos tempos antigos fazia-se abundante consumo de mel como alimento promovedor de saúde e longevidade. A exemplo de Hipócrates, Pitágoras e tantos outros. Com a descoberta do açúcar de cana, e mais recentemente com os Tumba de Pa-bu-sa. Luxor. Egipto. Cueva de la Araña, em Bicorp (Valencia, Espana) Figura 4 - Pinturas Rupestre de aproximadamente 8.000 e 630 a.C. 2.1.2 Apicultura no Brasil 2.1.2.1 Meliponicultura Até 1840 as abelhas criadas no Brasil eram as nativas dos gêneros Lestrimellitini, Trigonini e Meliponini (Meliponae) (Figura 5), onde a sua maioria no mundo habita as regiões tropicais e subtropicais do país. Adaptadas ao meio ambiente são fundamentais para polinização de algumas espécies vegetais, porém inúmeras abelhas já foram extintas pelas queimas e desmatamentos provocados pelo homem. (GUEDES, 2000). Figura 5 - Mandassaia (Melipona quadrifasciata) Segundo o Dr. Paulo Nogueira Neto, estudioso das abelhas Meloponineos para o Museu Nacional, primeiro a ensaiar uma criação científica, as velas, de muitos lugares da América Latina, são feitas de cera produzidas pelas abelhas. Segundo este estudioso “é provável que a maior parte do mel e da cera usados nos três primeiros séculos após o descobrimento viesse da abelha Urussú, a mais vulgar e a mais abundante em todo o Brasil” (NOGUEIRA NETO apud MEL E ABELHAS BRASILEIRAS, 2004). Entre 1850 e 1870 o brilhante farmacêutico Theodoro Peckolt ocupou-se em classificar e estudar as Trigonildas, abelhas sociais do Brasil. As abelhas bem como as observações biológicas de Peckolt foram enviadas a Frederic Smith, do British Musseum em remessas sucessivas. O pesquisador britânico fez uma monografia sobre as abelhas sociais do Brasil. (MEL E ABELHAS BRASILEIRAS, 2004). Nos estudos químicos realizados por Peckolt há a constatação de ausência de sacarose em alguns méis indígenas. Essa constatação química serviu de pretexto para que Rodolfo não incluísse a produção das abelhas nativas na farmacopéia brasileira (MEL E ABELHAS BRASILEIRAS, 2004). Os farmacêuticos brasileiros passaram quase toda a década de 40 do século XX tentando revisar a farmacopéia brasileira. Entre os quais estava o mel, tendo como grande defensor Elsior Coutinho que publicou suas idéias na revista brasileira de farmácia em 1941. 2.1.2.2 Apicultura Em 1839, teve início à criação de abelhas que não eram de origem nativa do Brasil, aonde colméias vindas de Portugal para o Rio de Janeiro, a mando do Padre Antônio Carneiro Aureliano, ao fim de dois anos já haviam produzido mais de 200 colméias dessas abelhas na Quinta Imperial. (GUEDES, 2000). Outros imigrantes, de origem alemã, em meados de 1845 iniciaram uma criação de abelhas Apis Nigra e Apis mellifera, para os estados do sul e sudoeste do país. “Em 1879, o apicultor Frederico Hanemann introduziu abelhas italianas (Apis mellifera lingustica) no Rio Grande do Sul, e uma colônia da mesma espécie chegou a Pernambuco em 1895, trazida pelo Padre Amato Van Emelen” (GUEDES, 2000, P. 8). A partir das descobertas do geneticista Warwick Estevan Kerr, na década de 40, aumentou o interesse comercial e científico na cultura das abelhas. Suas observações a respeito dos hábitos e comportamentos das abelhas nativas e introduzidas no Brasil trouxeram um enorme desenvolvimento para a apicultura brasileira. (GUEDES, 2000). 2.2 Taxonomia A taxonomia das abelhas mostra as principais características físicas e morfológicas das abelhas, nativas sem ferrão, daquelas que possuem ferrão, das sugadoras e das lambedoras de néctar bem como daquelas que formam colônias e aquelas que são solitárias. (Figura 6). Figura 6 - Fluxograma - Taxonomia. A Tiúba (Melipona compressipes fasciculata), abelha nativa sem ferrão genuinamente maranhense, enquadra-se no filo Arthropoda, classe Insecta, subclasse Pterygota (possuem asas), ordem Hymenoptera (insetos com quatro asas membranosas), subfamília Apoidea, família Apidae (abelhas sugadoras de língua Filo: Arthropoda Classe: Insecta Subclasse: Pterygota Ordem: Hymenoptera Subfamília: Apoidea Apinae (Abelhas com ferrões) Meliponinae (Abelhas sem ferrões) Apis Bombus Meliponini Trigonini Lestrimellitini Tabela 1 - Composição físico-química do mel de flores e melato - instrução normativa nº 11 de 20 de outubro de 2000. Parâmetros físico-químicos Mel de flores Mel de melato 1. Umidade máxima (%) 20,0 20,0 2. Açúcares redutores (mínimo) (%) 65,0 60,0 3. Sacarose (máximo) (%) 6,0 15,0 4. Cinzas (resíduo mineral) (máximo) (%) 0,6 1,2 5. Hidroxi Metil Furfural (máximo) (mg/kg) 60,0 60,0 6. Acidez (máxima) (mg/kg) 50,0 50,0 7. Atividade diastásica como mínimo 8 na escala Göthe (méis com baixo conteúdo enzimático, mínimo 3 na escala Göthe, sempre que o conteúdo de Hidroxi Metil Furfural não exceda a 15 mg/kg) 8. Sólidos insolúveis em água (máximo) 0,1%, exceto mel prensado se tolera 0,5% Fonte: Lengler, 2001 Açúcares redutores = glicose e frutose Quando o mel é secado e aquecido, no resíduo fica seu conteúdo em minerais. A Tabela 2 apresenta, em partes por milhão (ppm) o conteúdo de minerais do mel. Tabela 2 - Minerais em mel claro e mel escuro. Minerais Mel claro (ppm) mg/kg Mel escuro (ppm) mg/kg Potássio Cloro Enxofre Cálcio Sódio Fósforo Magnésio Sílica Ferro Manganês Cobre 205 52 58 49 18 35 19 22 2,40 0,30 0,29 1676 113 100 51 76 47 35 36 9,40 4,09 0,56 Fonte: Lengler, 2001 No mel podem ser encontradas as seguintes substâncias:  Vitaminas: Vitamina A, Vitamina B (Tiamina), Vitamina B2 (Riboflavina), Vitamina B5 (Ácido Pantatênico), Vitamina B6 (Piridoxina), Vitamina B (Ácido Fólico), Vitamina C (Ácido Ascórbico), Vitamina H (Biotina), Vitamina PP (Niaciamina, niacina, ácido nicotínico);  Sais minerais: Cálcio, fósforo, enxofre, potássio, cloro, ferro, manganês, cobre, sílica, sódio;  Enzimas: Invertase, diastase, lípase, inulase, glicose-oxidase, catalase e fosfatase ácida;  Proteínas e aminoácidos: Prolinas, lisina, ácido glutâmico, ácido aspártico, arginina, cistina, glicina, histidina, isoleucina, leucina, metionina, felilalanina, serina, treonina, triptofano e tirocina. Temos ainda na composição do mel: cetonas e aldeídos e os ácidos e seus éteres. 2.4.2. Aspectos Microbiológicos do Mel Além do seu uso como alimento, o mel tem sido utilizado pelas suas propriedades medicamentosas. A sua eficácia, como auxiliar terapêutico, tem sido demonstrada, embora, a explicação bioquímica desses efeitos ainda não seja conclusiva (MOLAN, 2001). Alguns dos compostos do mel são substâncias conhecidas como tendo ações fisiológicas que poderiam explicar tais efeitos. Sua capacidade de proteger a mucosa estomacal de ratos contra lesões induzidas por etanol está relacionada com a alta osmolaridade que é potencializada pelo aumento do fluido sem aumentar a acidez gástrica (GHARZOULI, 2001). Entre os diversos efeitos biológicos produzidos pelo mel, tem sido observado que este apresenta propriedades antibacteriana, antifúngica, imunológica e antioxidante (MOLAN, 2001; MOREIRA et al., 2001). O mel, quanto a suas propriedades é dividido em dois grandes grupos: méis peróxidos e méis não peróxidos ambos com poder bactericida sob uma grande variedade de microrganismos. Os méis peróxidos são os que têm como substância ativa o peróxido de hidrogênio e os méis não peróxidos têm seu efeito devido a outros compostos químicos como: ácidos orgânicos, destacando-se o ferúlico e o caféico, outros compostos fenólicos, flavonóides como: galangina, crisina e quercitina (TAORMINA et al., 2001). As ações antibacteriana e antifúngica têm sido amplamente divulgadas, nos mais diferentes agentes etiológicos de interesse médico, como Escherichia coli, Salmonella thyphimurium, Shigella sonnei, Listeria monocytogenes, Staphylococcus aureus, Streptococcus viridans, Helicobacter pylori e Candida albicans, entre outros (THEUNISSEN et al., 2001). Um aspecto importante da produção do mel em qualquer nível é a manutenção da qualidade do produto. A qualidade do mel utilizado como alimento está relacionada a pelo menos quatro fatores básicos: 1) o tipo de frasco utilizado para o envaze; 2) às condições de estocagem do produto; 3) às condições higiênicas da coleta e 4) às características higiênicas das abelhas. As embalagens apresentam um papel fundamental na preservação dos alimentos, funcionam como uma barreira física entre o produto embalado e seu entorno, resguardando o produto da incidência de luz e contato direto com a umidade atmosférica. A deficiência de hermetismo entre a tampa e o corpo da embalagem permite a passagem de umidade para o interior o que pode comprometer consideravelmente a sua qualidade. A umidade pode favorecer a fermentação de açúcares causada por microrganismos osmofílicos presentes no mel que fazem parte da sua microbiota ou que foram veiculados durante o processo de manejo ou que ainda não foram totalmente eliminados ou controlados durante o processo de pasteurização (RIEDEL, 1981). Segundo Lengler (2003), o armazenamento prolongado e em temperatura acima de 30ºC favorece a produção de hidroxi-metil-furfural (HMF) no mel, que deve ser avaliada em função do tempo de armazenamento. As modificações físico- químicas, como a produção de (HMF), que é tóxico para as abelhas, serve de indicador de armazenamento inadequado e de adulteração do mel. Diferentes temperaturas de armazenamento podem favorecer granulação, fermentação e cristalização no mel, porém, mel cristalizado sem indícios de fermentação, pode ser consumido. A coleta do mel é de grande importância para a qualidade do produto Figura 9 - Méis de abelhas indígenas sem ferrão corretamente colhidos e armazenados. 2.5 Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel de Abelha Considerando a necessidade de padronizar o processamento de produtos de origem animal, visando assegurar igualitárias e total transparência da elaboração e comercialização deste produto, resolve segundo a instrução normativa nº 11 de 20 de outubro de 2000 do Ministério da Agricultura e do Abastecimento:  Art. 1° - Aprovar o Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel de Abelha; a) Art. 2° - Revogar a Portaria n° 367, de 4 de setembro, que aprovou o Regulamento Técnico de Identidade e Qualidade do Mel de Abelha. 2.5.1 Objetivo Estabelecer a identidade e os requisitos mínimos de qualidade que deve cumprir o mel destinado ao consumo humano direto. Este Regulamento não se aplica para mel industrial e mel utilizado como ingrediente em outros alimentos. 2.5.2. Definição Entende-se por mel, o produto alimentício produzido pelas abelhas melíferas, a partir do néctar das flores ou das secreções procedentes de partes vivas das plantas ou de excreções de insetos sugadores de plantas que ficam sobre partes vivas de plantas, que as abelhas recolhem, transformam, combinam com substâncias específicas próprias, armazenam e deixam madurar nos favos da colméia. 2.5.3 Classificação 2.5.3.1 Por sua origem a) Mel floral - é o mel obtido dos néctares das flores.  Mel unifloral ou monofloral - quando o produto proceda principalmente da origem de flores de uma mesma família, gênero ou espécie e possua características sensoriais, físico-químicas e microscópicas próprias.  Mel multifloral ou polifloral - é o mel obtido a partir de diferentes origens florais. b) Melato ou Mel de Melato - é o mel obtido principalmente a partir de secreções das partes vivas das plantas ou de excreções de insetos sugadores de plantas que se encontram sobre elas. 2.5.3.2 Segundo o procedimento de obtenção de mel do favo a) Mel virgem - produto que flui espontaneamente dos favos, quando desoperculados; b) Mel centrifugado - obtido por processo de centrifugação; c) Mel prensado - obtido por compressão a frio; d) Mel em favos - mantido dentro dos próprios favos. 3. CONTROLE DE QUALIDADE FÍSICO-QUÍMICO DO MEL DE ABELHA 3.1 Equipamentos e acessórios Relacionam-se, aos equipamentos a serem usados nas análises. 3.1.1 Balança digital Utiliza-se uma balança digital Automarte, modelo AL500, com carga mínima de 0,02 g e carga máxima de 500 g, para determinação das massas das amostras. 3.1.2 Forno Mufla Utiliza-se um forno mufla elétrico QUIMIS-TECNAL, com termostato variando sua temperatura de 100 a 1200º C, para calcinação do mel. 3.1.3 Estufa de secagem e esterilização Utiliza-se uma estufa para a secagem modelo 315-SE, com circulação mecânica de ar e com variação de 0 a 110°C. 3.1.4 Chapa de aquecimento Utiliza-se para aquecimento e secagem das amostras, chapa metálica de aquecimento marca FANEM, modelo 170/3, com variação de temperatura de 0 a 100º C. 3.1.5 pH-metro Para leitura de pH, utiliza-se um pH-metro, marca DIGMED, modelo Dmph/1, com precisão de 10-1 unidades. 3.4.2 Umidade Umidade corresponde à perda de peso pelo produto quando aquecido em condições em que a água é removida. Utiliza-se como referência a Tabela de Chataway (ANEXO C), obtendo a umidade em percentagem, simplesmente, pelo valor de grau Brix obtido. Onde, fez-se a devida correção da temperatura de 30°C para 20°C com auxílio da Tabela do aparelho refratômetro. 3.4.3 Acidez Na determinação da acidez de cada amostra pesa-se 10 g das mesmas em erlenmeyers de 250 mL onde se colocam 75 mL de água livre de CO2 e agita-se. Titula-se com solução de hidróxido de sódio 0,05 N até o pH chegar a 8,5; logo em seguida acrescenta-se 10 mL de NaOH 0,05 N imediatamente. Titula-se novamente, agora com solução de ácido clorídrico 0,05 N até o pH chegar a 8,3. A determinação da acidez pode ser expressa pela Equação 3.  Correções: NaOH corrigido = volume gasto NaOH x fator do NaOH HCl corrigido = volume gasto do HCl x fator do HCl  Cálculos: Acidez livre = (NaOH gasto corrigido – branco) x 50 / peso da amostra. (Eq. 1) Acidez lactônica = (10 – vol. HCl gasto corrigido) x 50 / peso da amostra. (Eq. 2) Acidez total = Acidez livre + Acidez lactônica (meq/kg) (Eq. 3) 3.4.4 Cinzas Resíduo mineral fixa ou cinzas é o nome dado ao resíduo obtido por aquecimento de um produto em temperatura próxima a 550 – 570°C. Pesa-se 5,0 g de cada amostra em cadinhos de porcelana, previamente aquecida em forno mufla a 550°C, resfria-se em dessecador até temperatura ambiente e pesa-se. Calcina-se em temperatura baixa e incinera-se no forno mufla a 550°C, por quatro horas. Resfria-se em dessecador até temperatura ambiente e pesa-se. A determinação do teor de cinzas pode ser expressa pela Equação 4. Cinzas (%) = P N100 × (Eq. 4) Onde: N = massa em gramas de cinzas; P = massa em gramas da amostra. 3.4.5 Açúcares redutores Determina a osmolaridade a qual está envolvida na eliminação e controle da fauna microbiana. Na determinação de açúcares redutores, pesa-se 2,0 g de cada amostra e em seguida completa-se o volume em um balão volumétrico de 100 mL. Em erlenmeyers junta-se 50 mL de água destilada mais 10 mL da solução de Fehling A e adiciona-se 10 mL da solução de Fehling B, deixa-se ferver, marca- se dois minutos e começa-se a titular com a solução de mel diluída, sob agitação, usa-se como indicador 3 gotas de azul de metileno a 1% e titula-se até atingir coloração vermelho tijolo. A determinação dos açúcares redutores pode ser expressa pela Equação 5. Açúcares redutores (%) = x VP Fc x 100 100 × (Eq. 5) Onde: Fc = Fator de correção equivalente a 0,05; P = massa em gramas da amostra; V = volume em mL gasto na titulação. 3.4.6 Açúcares totais Determinam-se os açúcares de cada amostra tomando-se 50 mL da solução restante de mel da análise de açúcares redutores num balão de 100 mL, acrescenta- se 3 gotas de HCl concentrado e leva-se em banho-maria por 15 minutos, deixa-se esfriar em temperatura ambiente, neutraliza-se com NaOH 5 mol/L e completa-se o volume do balão. Titula-se da mesma forma que foi realizada para os açúcares redutores. Em seguida procede-se igual à determinação de açúcares redutores sendo expressa pela Equação 6. Açúcares totais (%) = x VP Fc x 100 100 × (Eq. 6) Onde: Fc = Fator de correção equivalente a 0,05; P = massa em gramas da amostra; V = volume em mL gasto na titulação. 3.4.7 Açúcares não-redutores A determinação de açúcares não-redutores é realizada pela subtração dos valores dos açúcares totais menos os valores dos açúcares redutores em relação a cada amostra. A determinação dos açúcares não-redutores pode ser expressa pela Equação 7. % Açúcares não-redutores = % A.T. – % A.R . (Eq. 7) Onde: A.T. = açúcares totais; A.R. = açúcares redutores. 3.4.13 Lugol O teste indica a presença de amido e dextrinas ou açúcares comerciais. Pesa-se 10,0 g de cada amostra em beckers de 50 mL. Adiciona-se 10 mL de água. Agita-se, adiciona-se 1 mL de solução de lugol em cada amostra. Caso o mel seja puro, o teste deve ser negativo, a coloração final é próxima a do mel, caso contrário, adquirindo cor vermelho-violeta a azul, indica a presença de amido e dextrina. 3.4.14 Determinação da atividade diastásica Através deste teste pode-se determinar a presença de fermentos diastásicos. Na determinação da atividade diastásica, em tubos de ensaio, mistura-se 5 mL de solução de mel a 20% mais 5 mL de água destilada e 1 mL de solução de amido 1%. Incuba-se em banho-maria a 45°C por 1 hora exatamente e, então, acrescenta-se 1 mL da solução de lugol. O teste deve ser positivo formando-se uma coloração parda clara, indicando que o mel é legítimo e que possui atividade diastásica. Caso contrário, adquirindo cor azul, representa um mel sem atividade diastásica, mel artificial, não hidrolisa o amido. A Figura 10 apresenta de forma simplificada as etapas de coletas e análises físico-químicas do mel de abelha Tiúba (Melipona compressipes fasciculata). Figura 10. Fluxograma referente às análises físico-químicas do mel. QUANTITATIVAS QUALITATIVAS Cor Brix Umidade Acidez Açúcares redutores Açúcares totais Açúcares não - redutores Atividade diastásica Sólidos insolúveis em água Lund Fiehe Lugol Cinzas pH COLETA DAS AMOSTRAS T2 T1 ANÁLISES FÍSICO-QUÍMICAS INTERPRETAÇÃO DOS RESULTADOS 4. CONTROLE DA QUALIDADE MICROBIOLÓGICA DO MEL DE ABELHA 4.1. Equipamentos e acessórios 4.1.1 Materiais, vidrarias e equipamentos Materiais e vidrarias a serem utilizados:  Tubos de ensaio;  Placas de Petri;  Bico de bunsen;  Erlenmeyers;  Pipetas (graduadas);  Beckers;  Bastão de vidro;  Swab  Discos de papel de filtro  Estufa Bacteriológica (37ºC);  Banho-maria (44,5ºC ± 0,5º) 4.1.2 Meios de cultura e soluções 4.1.2.1 Meios de cultura Meios de cultura a serem utilizados:  Caldo Lauril Sulfato;  Caldo Verde Brilhante e Bile 2%;  Caldo E.C;  Caldo Infusão Cérebro Coração (BHI)  Caldo Tetrationato;  Caldo Rapapport;  Agar Batata Dextrose;  Agar Dicloran Rosa de Bengala Cloranfenicol (DRBC);  Agar Plate Count (PCA);  Agar Mueller-Hinton;  Agar Sulfito Polimixina Sulfadiazina (SPS). 5.2. Escherichia coli Escherichia coli é a espécie predominante entre os diversos microrganismos anaeróbios facultativos que fazem parte da microbiota intestinal de animais de sangue quente. Pertence à família Enterobacteriaceae e entre suas principais características destacam-se: bacilos gram negativos não esporulados, capazes de fermentar glicose com produção de ácido e gás. A maioria fermenta também a lactose, com produção de ácido e gás. As linhagens patogênicas de E. coli são divididas de acordo com os sintomas clínicos nos seguintes grupos. E. coli enterotoxigênica (ETEC) E. coli enteropatogênica (EPEC) E. coli enterohemorrágica (EHEC) E. coli enterogregativa (EAggEC) E. coli enteroinvasora (EIEC) E. coli difusamente adesiva (DAEC) Está relacionada com casos de diarréias, principalmente infantil, com colites hemorrágicas, disenterias, infecções da bexiga, dos rins, infecções de feridas cirúrgicas, septicemia, síndrome urêmica hemolítica. Algumas destas enfermidades terminam em óbitos. 5.3. Salmonella spp. O gênero Salmonella pertence à família Enterobacteriaceae. São gram negativos, anaeróbios facultativos, não formam esporos e têm forma de bastonetes curtos. A temperatura ótima de crescimento é de aproximadamente 38ºC e a temperatura mínima é de 5ºC. Como não formam esporos, são relativamente termolábeis, podendo ser destruídos a 60ºC por 15 a 20 minutos. Existem mais de 2.5001 sorotipos de salmonelas, dentre os quais 1.478 pertencem à subespécie I, incluindo Salmonella sorotipo Typhi. Mudanças significativas ocorrem na nomenclatura e taxonomia das salmonelas nos últimos anos, baseadas, principalmente, nas suas características bioquímicas. O gênero Salmonella está dividido em duas espécies Salmonella entérica e Salmonella bongori, sendo a primeira subdividida em seis subespécies. Essas enterobactérias são transmitidas ao homem, principalmente, por meio de consumo de alimentos contaminados por fezes de animais ou humanas. Os sintomas característicos de doenças de origem alimentar causadas por Salmonella são: diarréia, náuseas, febre branda e calafrios, algumas vezes, vômitos, dor de cabeça e fraqueza. O período de incubação antes da doença é de cerca de 16 a 72 horas. A enfermidade é, normalmente, auto-limitante e persiste durante 2 a 7 dias. A pessoa infectada excretará grandes quantidades de Salmonella pelas fezes durante o período da doença. A dose infecciosa varia de acordo com a idade e a saúde da vítima, com o alimento e ainda com a linhagem da Salmonella. As doses infecciosas podem variar de 20 até 106 células. A contaminação do alimento ocorre devido ao controle inadequado de temperatura, de práticas de manipulação ou por contaminação cruzada de alimentos crus com alimentos processados. O microrganismo se multiplica no alimento até atingir a dose infecciosa. 5.3. Bolores e leveduras O crescimento de bolores e leveduras é mais demorado do que o de bactérias em alimentos de baixa acidez e alta atividade de água. Portanto, dificilmente serão responsáveis pela deterioração desses alimentos. Em alimentos ácidos e de baixa atividade de água, no entanto, o crescimento de fungos é maior, provocando deterioração com grande prejuízo econômico em frutas frescas, vegetais e cereais. São também responsáveis pela deterioração de sucos de frutas, queijos, alimentos congelados, desidratados e em conserva como picles, quando armazenados em condições inadequadas. A presença de fungos filamentosos (bolores) e leveduras em índice elevado nos alimentos pode fornecer várias informações:  condições higiênicas deficientes de equipamentos;  multiplicação no produto em decorrência de falhas no  processamento e/ou estocagem;  matéria-prima com contaminação excessiva. A presença desses microrganismos pode tornar-se um perigo à saúde pública devido à produção de micotoxinas pelos bolores. Algumas medidas devem ser tomadas por manipuladores de alimentos suscetíveis a essa contaminação, na tentativa de reduzir ou eliminá-la:  boas práticas de higiene levam à redução da carga de esporos;  esses alimentos devem chegar o mais rapidamente possível ao  consumidor;  o armazenamento de alimentos congelados deve ser a temperaturas  inferiores a -12ºC;  eliminar ou reduzir o contato com o ar através de embalagens, por  exemplo;  adicionar ácidos ou conservadores químicos como benzoatos ou  sorbatos, para retardar o crescimento fúngico. Baixas contagens de bolores e leveduras são normais em alimentos frescos e congelados, não sendo, portanto, significativas. Somente quando o crescimento de bolor for visível ou o alimento apresentar um número elevado de leveduras, o consumidor será capaz de reconhecer a deterioração. Esta deterioração por leveduras não é prejudicial à saúde. 6. MÉTODOS DE ANÁLISES 6.1. Amostragem A obtenção correta das amostras, seu transporte para o laboratório e sua preparação para análise são etapas fundamentais para o sucesso de uma análise microbiológica. Seguir as seguintes etapas:  A amostra deve ser representativa, os produtos prontos para consumo devem ser coletados em suas embalagens originais fechadas, com especificações de dados que o identifique como, nº. do lote, data de fabricação, etc. Quando embalagens abertas precisam ser analisadas, é importante que sejam Enterobacter, Klebsiella e Citrobacter podem desenvolver-se fora do trato intestinal, tais como vegetais e solo. Quando se determina à população dos coliformes a 45ºC, 90% corresponde á população de Escherichia coli. A técnica mais usada nos laboratórios para determinação de coliformes (totais e a 45ºC) é a do número mais provável (NMP) dos tubos múltiplos, onde se estima quantitativamente este grupo, utilizando-se a Tabela de Hoskins (Apêndice F). Outras técnicas são utilizadas para determinação de coliformes como membrana filtrante e simplate. 6.3.1 Método Coliformes Totais  Prova Presuntiva Visa detectar a presença de microrganismos fermentadores de lactose, especialmente o grupo coliforme. Células estressadas por tratamentos térmicos, pelo congelamento ou outro motivo, podem ser recuperados nessa fase.  Procedimento Selecionar três diluições adequadas da amostra e inocular uma série de três tubos de ensaio contendo, em cada tubo, 10 mL de Caldo Lauril Sulfato e tubos de Durhan invertidos com cada uma das diluições decimais preparadas. Colocar, em cada tubo com o Caldo Lauril, 1,0 mL de do inoculo. Incubar em estufa de bacteriologia a 35-37ºC por 24 a 48 horas. Após as 48 horas, retirar os tubos de ensaio da estufa. São considerados positivos aqueles que apresentarem turvação do meio e presença de gás (bolhas de ar) no interior dos tubos de Durhan. Em seguida contar o número de tubos positivos correspondentes a cada diluição (Apêndice G).  Prova Confirmatória (Coliformes totais) O meio utilizado, o Caldo Verde Brilhante Lactose Bile 2%, contém dois inibidores (Bile e Verde Brilhante) do crescimento da microbiota acompanhante, especialmente bactérias gram-positivas. Assim, a produção de gás nos tubos, nas condições do teste, indica que houve desenvolvimento ou bactérias gram-negativas que fermentaram lactose, características do grupo coliforme.  Procedimento Riscar os tubos de ensaio positivos no Caldo Lauril Sulfato para os tubos de Caldo Verde Brilhante a 35-37ºC por 24 a 48 horas. Os tubos positivos apresentam turvação e formação de bolhas de gás nos tubos de Durhan. Anotar os resultados de consulte a tabela para NMP (Número Mais Provável) para coliformes totais por grama ou mL. 6.3.2. Coliformes a 45ºC Para a qualificação dos coliformes a 45ºC risque os tubos de ensaio positivos no Caldo Lauril Sulfato e/ou dos tubos positivo do Caldo Verde Brilhante para os tubos de Caldo EC e coloque no banho-maria por 24 ou 48 horas. Os tubos positivos apresentam positividade semelhante nos Caldo Lauril e Verde Brilhante. Anotar os resultados consultando a tabela do NMP para coliformes a 45ºC por grama ou mL. 6.3.2.1. Identificação de Escherichia coli A partir de cada tubo de ensaio positivo com Caldo EC riscar (estriar) placas de Petri para Agar EMB (Eosina Azul de Metileno) com auxilio de alça de níquel cromo e incubar a 35ºC por 18 a 24 horas. Ter o cuidado de, durante a inoculação, não colocar muito material da amostra, afim de não superlotar as placas, proporcionando às colônias crescimento isolado, transcorrido este tempo, verificar o crescimento de colônias com características de E. coli, ou seja, 2 a 3 cm de diâmetro, com brilho metálico esverdeado ou com centro escuro (Apêndice H). De cada placa correspondente a cada tubo, repicar de 2 a 3 colônias características para tubo com Agar Triptona de Soja (TSA) inclinado e incubar por 18-24 horas a 35-37ºC. Efetuar em cada cultura em TSA, as provas bioquímicas: IMViC -Indol, Vermelho de metila, Vogues-Proskauer e Citrato de Simmons). Considerar a cultura positiva para E.coli, quando forem obtidos os seguintes resultados para o IMViC (Tabela 1). Tabela 1. IMViC. OBS: 1- Outros testes bioquímicos podem ser adicionados, como os testes de carboidratos e aminoácidos. 2- Tabela do NMP (Apêndice B). 6.3.3. Pesquisa de Salmonella spp. Salmonella é um gênero da família Enterobacteriaceae, gram negativo, não esporulado. Várias espécies são patogênicas ao homem e aos animais. Habitando o trato intestinal de animais, Salmonella é eliminada pelas fezes. A possibilidade de contato dessas fezes contaminadas com águas, superfícies e manipuladores, torna iminente a sua veiculação por alimentos. Existem vários métodos para o isolamento de Salmonella, nenhum é completamente satisfatório para isolar todos os sorotipos presentes em qualquer alimento. Eles compreendem as seguintes etapas: pré-enriquecimento, enriquecimento seletivo, isolamento em agar seletivo e diferencial e seleção de colônias suspeitas, com as quais realizam-se provas bioquímicas, sorologia e fagotipagem, que definirão, finalmente, o sorotipo.  Técnica de Análise a) Pré-enriquecimento: Pesar 25 g ou medir 25 mL da amostra e adicionar 225mL de Caldo Lactosado ou Água Peptonada Tamponada. Incubar a 35-37ºC por 24 horas. b) Enriquecimento seletivo: Agitar o caldo pré-enriquecimento e inocular 0,1mL em 10mL do meio Rapapport e 1,0mL em 10mL do Caldo Tetrationato. Incubar os meios a 37ºC e 42ºC/24 horas. Técnica de Análise Retirar assepticamente 25g ou 25mL da amostra e preparar as diluições sucessivas (10-1 a 10-3). Pipetar alíquotas de 1mL de cada diluição para placas de Petri, fazendo de cada diluição placas em duplicatas. Adicionar a cada placa 15mL do Agar batata dextrose, previamente fundido, resfriado a 45ºC e acidificado com o ácido tartárico. Homogeneizar com movimentos em forma de oito. Deixar solidificar a temperatura ambiente. Incubar as placas a 25ºC por 3 a 5 dias. Para a contagem de bolores e leveduras em placas utilizando o Agar Dicloran Rosa de Bengala Cloranfenicol (DRBC) alíquotas de 0,1 mL das diluições, serão inoculadas na superfície das placas contendo o agar em duplicatas sendo espalhadas com bastão em “L”. As placas inoculadas serão incubadas por 3 a 5 dias à temperatura de 25° C . Resultados Após o período de incubação, considerar para contagem somente as placas da mesma diluição que apresentarem de 30 a 300 colônias. Em seguida, multiplicar a média das duas placas pelo fator de diluição correspondente, expressando o resultado em Unidades Formadoras de Colônias por grama ou mililitros (UFC/g ou mL) (Apêndice L). 6.3.5 Pesquisa de Clostrídos Sulfito Redutores As bactérias do gênero Clostridium estão amplamente distribuídas na natureza, podendo ser encontradas no solo, ar, poeira, água, alimentos e até no trato intestinal do homem e de animais. Estas bactérias têm sido freqüentemente associadas a surtos de DTAs, quando uma população de, no mínimo 1 milhão de bactérias, contamina estes alimentos. A detecção de clostrídios sulfito redutores se faz por contagem em placas, em meio contendo sulfito de sódio e sais de ferro, além de antibiótico. A redução de sulfito, produzindo sulfeto, é detectada por sua reação com ferro, provocando o aparecimento de colônias negras, dentre aquelas redutoras de sulfito. Podem ser utilizados dois meios seletivos, o Agar Seletivo Sulfito Polimixina Sulfadiazina (SPS) e o Agar Triptose Sulfito Cicloserina (TSC) com emulsão de gema de ovo, usado para plaqueamento em profundidade. Uma outra bactéria sulfito redutora de grande importância é. C. botulinum que, se presente, será igualmente detectada. Muitos casos de surtos de toxinfecções relacionados a bactérias produtoras de toxinas de elevada potência em conservas enlatadas têm sido relatados. A pesquisa de determinadas espécies, como C. perfringens ou C. botulinum, se faz a partir da estimativa em meio de cultura, pela amostragem de colônias suspeitas e pelas respectivas provas bioquímicas.  Técnica de Análise Pesar assepticamente 25g ou medir 25mL da amostra e preparar diluições sucessivas. Pipetar alíquotas de 1mL de dada diluição em placas com Agar (SPS) ou TSC, previamente fundido e resfriado a 50ºC. Após a absorção do inoculo, adicionar uma sobrecamada cerca de 10mL do meio fundido e resfriado e permitir mais uma vez a sua solidificação. Incubar em jarra anaeróbica a 46ºC por 24 horas permitir mais uma vez a sua solidificação. Contar o número total de colônias negras, observando o limite entre 20 e 200 colônias negras com ou sem halo por placa. Contar todas as colônias negras e calcular a média das duas placas (Apêndice M).  Confirmação das colônias típicas de Clostridium sulfito redutor Selecionar várias colônias típicas e transferir para tubos de Caldo Infusão Cérebro Coração (BHI), previamente desaerados. Incubar os tubos inoculados a 35ºC/24 horas, preparar um esfregaço da cultura para coloração de gram e utilizar o caldo remanescente para teste de catalase.  Teste de catalase Adicionar ao tubo de BHI 1,0mL de peróxido de hidrogênio 3% e observar se ocorre borbulhamento imediato (teste positivo) ou não (teste negativo). Os clostrídios sulfito redutores são bastonetes gram positivos, catalase negativos.  Cálculo dos resultados Considerar como confirmadas todas as culturas de bastonetes gram positivos catalase negativos. Calcular o número de UFC/g ou mL em função do número de colônias típicas, diluição inoculada e percentual de colônias confirmadas. Por exemplo, para plaqueamento em profundidade, diluição 10-2, 25 colônias típicas, 10 submetidas à confirmação, 8 confirmadas (80%)  UFC/g ou mL = 2,5 x 102 x 0,8 = 2,0 x 103. 6.3.6. Contagem Padrão em Placas (CPP) de Microrganismos Aeróbios Mesófilos Viáveis O método da Contagem Padrão em Placas (CPP), estima o número de células viáveis contidas em um alimento qualquer. Este método, não diferencia tipos de bactérias, sendo utilizado para se obter informações gerias sobre a qualidade de produtos, práticas de manufatura, matérias primas utilizadas, condições de processamento, manipulação e vida de prateleira. Não é um indicar de segurança, pois não estar diretamente relacionado à presença de patógenos ou toxinas. Sua presença em grande número indica: a) Matérias-primas excessivamente contaminadas; b) Limpeza e desinfecção de superfícies inadequadas; c) Higiene inadequada na produção; d) Condições inadequadas de tempo/temperatura durante a produção ou a conservação dos alimentos ou uma combinação destas circunstâncias. As técnicas utilizadas para se quantificar as bactérias são: “Pour Plate”, “Spread Plate”. O método CPP baseia-se na premissa de que cada célula viável, isolada, homogeneizada em um meio sólido (agar), dará origem a uma colônia uma vez que é teoria biológica que uma colônia provém de uma única célula microbiana. Figura 12. Deposição dos discos impregnados com o mel Figura 13. Visualização da placa do teste de antibiograma 7. REFERÊNCIAS ABELHAS SEM FERRÃO. Disponível em: < www.apacame.org.br >. [acessado em 16 de julho de 2007]. AGÊNCIA NACIONAL DE VIGILÂNCIA SANITÁRIA. Resoluções: mel. São Paulo: ANVISA, 2000. Disponível em: < www.anvisa.gov.br/regis/resol/12_/8_mel.htm >. [acessado em 26 de junho de 2007]. ALMEIDA, Daniela de. Espécies de abelhas (hymenoptera, Apoidea) e tipificação dos meios por elas produzidos em área de cerrado do Município de Pirassununga, Estado de São Paulo. 2002. 103f. Dissertação (Mestrado em Ciência, Área de Concentração: Entomologia) – Escola Superior de Agricultura Luis de Queiroz, Piracicaba, SP, 2002. ASSOCIATION OF ANALYTICAL CHEMISTS. Official methods of analysis. 15 th. Supl 2, Ed. 1990. BRASIL, Instrução normativa N° 11 de outubro de 2000, Ministério da Agricultura Abastecimento e Pecuária. BREYER, Ernesto Ullch. Abelhas e saúde. 5. ed. [s.1: s.n], 1985. CAMARGO, J.M.F. Alimentação em Apis e Composição da Geléia-Real, Mel Pólen, Manual de Apicultura, Editora Agronômica CERES, S.P., 1972, p. 128-130 CARVALHO, Lis de Sá. Verificação da pureza e análise físico-química do mel da abelha africanizada (Apis mellifera) e abelhas sem ferrão (mellipona compressipes fasciculata) comercializada na cidade de São Luís – MA. 2001. 47 f. Monografia (Graduação em Agronomia) – Universidade Estadual do Maranhão, São Luís, 2001. CHAVES, A. E. S. Análises Físico-Química do mel das abelhas africanizadas e abelha nativa do Maranhão: Apis mellifera e Tiúba melipona compressipes fasciculata. 66 f. Monografia (Graduação em Química Licenciatura) – UFMA. 2004. CODEX ALIMENTARIUS COMMISSION. Official methods of analysis. Vol. 3, supl 2, Ed 1990. 52 CORTOPASSI-LAURINO, M. & GUELLI, D. S. Analyse Pollinique, Propriétés Physico-Chimiques et Action Antibactérienne des Miels D’abeilles Africanisées Apis mellifera et de Méliponinés du Brésil. Apidologie, n.22, p.61-73, 1991. EVANGELISTA-RODRIGUES; Adriana, SILVA, Eva M. S. da; BESSERA, Ennio Marcello Fernandes. ANÁLISE FÍSICO-QUÍMICA DE MÉIS DAS ABELHAS Apis Mellifera e Melipona Scutellaris. João Pessoa: PB, 12 f. Trabalho oriundo de parte da monografia para a conclusão do curso de graduação em zootecnia DZ/CCA/UFPB – Universidade Federal da Paraíba, João Pessoa, [200?]. FARIA, José de Assis Fonseca. Embalagens e conservação de mel de abelhas. Informe agropecuário, Belo Horizonte, v. 9, n. 106, out. 1983. Apicultura. FUENTES, Cristina Vázquez. La miel y sus derivados. Espanha. Disponível em: < http://perso.wanadoo.es/citabe/miel.htm >. [acessado em 03 de julho de 2007]. GHARZOULI, K. Protective Effect of Mannitol, Glucose-Fructose-Sucrose-Maltose Mixture, and Natural Honey Hiperosmolar Solutions Against Ethanol-Induced Gastric Mucosal Damage in Rats. Exp. Toxicol. Pathol., v.98, n.6, p.596-597, feb. 2001. GROSSO, G. S.; ROJAS, C. A. H.; MORENO, G. I.; LINA, A. 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ANEXOS ANEXO A — ANATOMIA INTERNA DA ABELHA ANATOMIA INTERNA DE UMA ABELHA AORTA DORSAL OSTIO — TÚBULO DE CORAÇÃO INTESTINO PAPO ç MALI pOSTERIOR VESÍCULA DE DMR GLÂNGLIO VENENO GLÂNDULA NERVOSO FERRÃO SALIVAR ESTO MÉDIO CORDÃO NERVOSO 1 CENTRAL PROVENTRÍCULO ANEXO B — ABELHA NATIVA (Rainha) célula de cria sendo sitavisionada E ; “a Melipona quaidrifasciata (mandáçaia), Ng, ANEXO C – TABELA DE CHATAWAY* - UMIDADE Índice de refração a 20°C Sólidos Solúveis % Peso específico a 20°C Umidade % 1,4844 79,0 1,3966 21,0 1,4849 79,2 1,3979 20,8 1,4853 79,4 1,3992 20,6 1,4858 79,6 1,4006 20,4 1,4862 79,8 1,4020 20,2 1,4866 80,0 1,4033 20,0 1,4871 80,2 1,4046 19,8 1,4876 80,4 1,4060 19,6 1,4880 80,6 1,4074 19,4 1,4885 80,8 1,4086 19,2 1,4890 81,0 1,4101 19,0 1,4895 81,2 1,4115 18,8 1,4900 81,4 1,4129 18,6 1,4905 81,6 1,4143 18,4 1,4910 81,8 1,4156 18,2 1,4915 82,0 1,4171 18,0 1,4920 82,2 1,4182 17,8 1,4925 82,4 1,4197 17,6 1,4930 82,6 1,4212 17,4 1,4935 82,8 1,4225 17,2 1,4940 83,0 1,4239 17,0 1,4945 83,2 1,4254 16,8 1,4950 83,4 1,4267 16,6 1,4955 83,6 1,4282 16,4 1,4960 83,8 1,4295 16,2 1,4965 84,0 1,4310 16,0 1,4970 84,2 1,4324 15,8 1,4975 84,4 1,4338 15,6 1,4980 84,6 1,4352 15,4 1,4985 84,8 1,4367 15,2 1,4990 85,0 1,4381 15,0 1,4995 85,2 1,4395 14,8 1,5000 85,4 1,4409 14,6 1,5005 85,6 1,4424 14,4 1,5010 85,8 1,4438 14,2 1,5015 86,0 1,4453 14,0 1,5020 86,2 1,4466 13,8 1,5025 86,4 1,4481 13,6 1,5030 86,6 1,4495 13,4 1,5035 86,8 1,4510 13,2 1,5040 87,0 1,4525 13,0 Anexo F. Tabela do Número Mais Provável (NMP), para séries de três tubos (NMP/g ou mL). Número de tubos positivas nas diluições Número de tubos positivos nas diluições 10-1 10-2 10-3 NMP 10-1 10-2 10-3 NMP 0 0 0 3 2 0 0 9.1 0 1 0 3 2 0 1 14 0 0 2 6 2 0 2 20 0 0 3 9 2 0 3 26 0 1 0 3 2 1 0 15 0 1 1 6.1 2 1 1 20 0 1 2 9.2 2 1 2 27 0 1 3 12 2 1 3 34 0 2 0 6.2 2 2 0 21 0 2 1 9.3 2 2 1 28 0 2 2 12 2 2 2 35 0 2 3 16 2 2 3 42 0 3 0 9.4 2 3 0 29 0 3 1 13 2 3 1 36 0 3 2 16 2 3 2 44 0 3 3 19 2 3 3 53 1 0 0 3.6 3 0 0 23 1 0 1 7.2 3 0 1 39 1 0 2 11 3 0 2 64 1 0 3 15 3 0 3 95 1 1 0 7.3 3 1 0 43 1 1 1 11 3 1 1 75 1 1 2 15 3 1 2 120 1 1 3 19 3 1 3 160 1 2 0 11 3 2 0 93 1 2 1 15 3 2 1 150 1 2 2 20 3 2 2 210 1 2 3 24 3 2 3 290 1 3 0 16 3 3 0 240 1 3 1 20 3 3 1 460 1 3 2 24 3 3 2 1100 1 3 3 29 3 3 3 2400 Anexo G. Enumeração de coliformes totais e a 45ºC. 1ml 1ml 1ml 10-1 10-2 10-3 Caldo Lauryl (CL) ESTUFA 35ºC/24-48h 2 alçadas Teste Confirmativo coliformes a 45ºC (Caldo E.C.) 2 alçadas Teste Confirmativo coliformes totais (Caldo VB) BANHO-MARIA 45ºC/24h ESTUFA 35ºC/24-48h Gás (+) Presença de coliformes a 45ºC Gás (-) Ausência de coliformes a 45ºC Gás (+) Presença de coliformes totais Gás (-) Ausência de coliformes totais TESTE BIOQUÍMICO Teste API-20E Anexo H. Identif icação de Escherichia col i. Agar Eosina Azul de Metileno (Agar EMB) com crescimento de E. coli . Isolamento em Agar Tripcase Soja (Agar TSA) Caldo E.C., presença de gás (+) para coliformes a 45ºC. INDOL E. coli (+) Série Bioquímica Anexo L. Contagem de Bolores e Leveduras. 225ml solução salina estéril Agar Batata Dextrose adicionado Ácido Tartárico 9 ml sol. salina 1ml 10-2 10-3 10-4 10-1 1ml 1ml 1ml 1ml 1ml 1ml ALIMENTOS 25g ou 25 ml ESTUFA B.O.D. 25ºC/ 5 dias Contagem das placas que contenham entre 30 e 300 colônias (UFC/g ou ml) Anexo M. Contagem de Clostr idium spp. Contagem das colônias típicas de Clostridium spp. em Agar SPS Isolamento em Agar Tripticase Soja (Agar TSA) 1ml 1ml 1ml 1ml 9 ml sol. salina 1ml 225ml solução salina estéril 10-2 10-3 10-4 10-1 1ml 1ml ALIMENTO 25g ou 25ml ESTUFA 46ºC/48 horas (Em Anaerobiose) TESTES BIOQUÍMICOS Anexo N. Esquema da técnica de análise de Contagem Padrão em Placas de bactérias mesófi las. 1mL 1mL 1mL Amostra (25g) 10 -2 10 -3 10 -4 10 -1 1mL 9 mL sol. salina 0,85% NaCl 225mL solução salina estéril Plate Count Agar (PCA) 1mL 1mL 1mL Incubação 37ºC/48h Contagem das placas contendo 30 a 300 colônias
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