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Metallactus em Eucalyptus urophylla: biológia e técnica de criação , Notas de estudo de Engenharia Florestal

ASPECTOS BIOLÓGICOS E TÉCNICA DE CRIAÇÃO DE Metallactus sp. (COLEOPTERA: CHRYSOMELIDAE: CRYPTOCEPHALINAE) EM Eucalyptus urophylla S.T. BLAKE

Tipologia: Notas de estudo

2012

Compartilhado em 13/11/2012

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Baixe Metallactus em Eucalyptus urophylla: biológia e técnica de criação e outras Notas de estudo em PDF para Engenharia Florestal, somente na Docsity! ASPECTOS BIOLÓGICOS E TÉCNICA DE CRIAÇÃO DE Metallactus sp. (COLEOPTERA: CHRYSOMELIDAE: CRYPTOCEPHALINAE) EM Eucalyptus urophylla S.T. BLAKE MOISÉS FRANCISCO PERECIN Dissertação apresentada à Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, para obtenção do título de Mestre em Ciências, área de concentração: Entomologia. P I R A C I C A B A Estado de São Paulo – Brasil Junho - 2003 ASPECTOS BIOLÓGICOS E TÉCNICA DE CRIAÇÃO DE Metallactus sp. (COLEOPTERA: CHRYSOMELIDAE: CRYPTOCEPHALINAE) EM Eucalyptus urophylla S.T. BLAKE MOISÉS FRANCISCO PERECIN Biólogo Orientador: Prof. Dr. EVONEO BERTI FILHO Dissertação apresentada à Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, Universidade de São Paulo, para obtenção do título de Mestre em Ciências, área de concentração: Entomologia. P I R A C I C A B A Estado de São Paulo – Brasil Junho – 2003 AGRADECIMENTOS Ao Dr. Evoneo Berti Filho, Professor Titular do Departamento de Entomologia, Fitopatologia e Zoologia Agrícola da Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz” (ESALQ), da Universidade de São Paulo (USP), pelo incentivo, orientação, confiança, amizade e apoio na condução desta pesquisa; Ao professor Dr. Sinval Silveira Neto, Professor Titular do Departamento de Entomologia, Fitopatologia e Zoologia Agrícola da Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz” (ESALQ), da Universidade de São Paulo (USP), pela colaboração e apoio no desenvolvimento desta pesquisa; Aos professores do Curso de Pós-Graduação em Entomologia da ESALQ/USP, pelos ensinamentos transmitidos durante o curso; À Dra Elizabeth Basso Bernardi, pela amizade, paciência e colaboração na condução desta pesquisa; Ao Dr. Matthias Schöller, do Biologische Beratung Berlin, Alemanha, pela atenção e inestimável colaboração com a descrição da espécie; À Bióloga Patrícia Milano pela amizade e confecção das ilustrações; Ao Biólogo Heraldo Negri de Oliveira pela amizade e pelo valioso trabalho fotográfico; v À RIPASA Celulose e Papel S/A, pela permissão do uso da área para os trabalhos de campo e, em especial, aos funcionários, Richard, Alemão e Eleno, pela atenção e colaboração no trabalho de campo; Ao Dr. Maurício Bento pelas sugestões na revisão do trabalho; Ao Doutorando Dori Nava pela amizade e pelas sugestões que muito auxiliaram na condução da pesquisa; Ao professor Leonardo Gonçalves, do Departamento de Ciências Florestais, da ESALQ/USP, pela colaboração e disponibilidade no fornecimento das plântulas de Eucalyptus sp. e dos funcionários Sr. Chico, Amarildo e Luciana pela colaboração no desenvolvimento deste trabalho; Aos colegas de curso pelo companheirismo: Marcelo Poletti, Ricardo, Diogo, Roberto, Keiko, Ana Lia, Rosa, Cássia, Jerson, Geni, Daniela, Antonio, Alex e Luciane; As bibliotecárias Eliana M. G. Sabino e Sílvia Zinsly pela revisão na bibliografia; Aos funcionários Ana, Neide, João Cerignoni, João, Vítor, Tutu, Edilene, Carlinhos e Dino pela amizade e colaboração; A todos que direta ou indiretamente contribuíram para a execução deste trabalho. SUMÁRIO Página LISTA DE FIGURAS...................................................................................................... viii LISTA DE TABELAS...................................................................................................... x RESUMO........................................................................................................................ xi SUMMARY.................................................................................................................... xii 1 INTRODUÇÃO........................................................................................................... 1 2 REVISÃO DE LITERATURA.................................................................................... 3 2.1 Coleópteros em plantios de Eucalyptus spp. no Brasil............................................. 3 2.2 Características gerais de Cryptocephalinae.............................................................. 4 2.3 Ciclo de vida............................................................................................................. 5 2.4 Hábitos de Cryptocephalinae.................................................................................... 10 2.4.1 Adultos................................................................................................................... 10 2.4.2 Larvas..................................................................................................................... 10 2.4.3 Ecdises................................................................................................................... 12 2.4.4 Pupa........................................................................................................................ 13 2.4.5 Duração do ciclo de vida........................................................................................ 13 2.5 Inimigos naturais.......................................................................................................... 15 2.6 Técnicas de criação de crisomelídeos....................................................................... 15 2.6.1 Obtenção de ovos................................................................................................... 16 2.6.2 Desenvolvimento larval e pupal............................................................................. 17 2.6.3 Fase adulta............................................................................................................. 20 2.7 Condições controladas em laboratório...................................................................... 22 3 MATERIAL E MÉTODO........................................................................................... 24 3.1 Avaliação dos parâmetros biológicos....................................................................... 24 3.2 Técnica de criação de Metallactus sp. ..................................................................... 24 3.2.1 Coleta de adultos no campo e obtenção de ovos................................................... 25 3.2.2 Fase de larva.......................................................................................................... 30 3.2.3 Fase de pupa.......................................................................................................... 33 3.2.4 Fase adulta............................................................................................................. 36 3.2.4.1 Razão sexual....................................................................................................... 38 3.2.4.2 Tabela de vida de fertilidade............................................................................... 38 4 RESULTADOS E DISCUSSÃO................................................................................. 39 4.1 Identificação da espécie............................................................................................ 39 4.2 Técnica de criação de Metallactus sp. ..................................................................... 39 4.3 Biologia de Metallactus sp. ...................................................................................... 42 ix 8 Escatotecas de Metallactus sp. com tampa provisória (esquerda) e com tampa definitiva............................................................................................................ 34 9 Escatotecas de Metallactus sp. contendo a larva na posição normal (esquerda) e em posição invertida, para pupação................................................................ 35 10 Pupas de Metallactus sp. em vista lateral (esquerda) e ventral......................... 36 11 Dimorfismo sexual de adultos de Metallactus sp. mostrando as diferenças nos últimos segmentos abdominais (vista ventral)................................................... 37 12 Técnica de criação de Metallactus sp. em Eucalyptus urophylla...................... 41 13 Curva de distribuição de freqüências de larguras de cápsulas cefálicas de larvas de Metallactus sp., mantidas em Eucalyptus urophylla. As setas indicam os ínstares. Temp.: 25±1ºC; UR: 90±5% e fotofase: 14 horas............ 43 14 Emergência de Metallactus sp. através da retirada de uma tampa do lado oposto à abertura da escatoteca........................................................................ 45 15 Ciclo total (ovo-adulto) de Metallactus sp. em Eucalyptus urophylla............ 51 16 “Egg-case” de Metallactus sp. com a presença de microorganismos.............. 53 LISTA DE TABELAS Página 1 Largura média da cápsula cefálica, constante de Dyar e coeficiente de correlação de Metallactus sp., mantido em plântulas de Eucalyptus urophylla. Temp.: 25±1ºC; UR: 90±5% e fotofase: 14 horas.............................................................. 43 2 Duração média dos ínstares de Metallactus sp.. Temp.: 25±1ºC; UR: 90±5% e fotofase: 14 horas.................................................................................................. 44 3 Fecundidade e longevidade de fêmeas de Metallactus sp. (N=19)...................... 47 4 Tabela de vida de fertilidade para Metallactus sp., criado em plântulas de Eucalyptus urophylla. Temp.: 25±1ºC; UR: 90±5% e fotofase: 14 horas........... 49 ASPECTOS BIOLÓGICOS E TÉCNICA DE CRIAÇÃO DE Metallactus sp. (COLEOPTERA: CHRYSOMELIDAE: CRYPTOCEPHALINAE) EM Eucalyptus urophylla S.T. BLAKE Autor: MOISÉS FRANCISCO PERECIN Orientador: Prof. Dr. EVONEO BERTI FILHO RESUMO Esta pesquisa teve por objetivos avaliar os aspectos biológicos de Metallactus sp. em Eucalyptus urophylla e desenvolver uma técnica de criação do inseto em laboratório. As condições ambientais foram: temperatura 25±1°C, umidade relativa de 90±5% e fotofase de 14 horas. Os parâmetros biológicos avaliados foram: duração, viabilidade da fase larval e número de ínstares larvais; duração, viabilidade da fase pupal e peso da escatoteca; longevidade de machos e fêmeas, razão sexual, dimorfismo sexual, período de pré-oviposição, período de oviposição, número de ovos por fêmea; período de incubação e viabilidade dos ovos; duração e viabilidade do ciclo (ovo-adulto) e tabela de vida de fertilidade. Zanuncio & Lima, 1975; Zanuncio et al., 1990). Os coleópteros constituem o terceiro grupo de insetos mais importantes para a silvicultura brasileira, principalmente as espécies das famílias Scolytidae, Buprestidae, Platypodidae, Scarabaeidae, Cerambycidae Chrysomelidae e Curculionidae, (Berti Filho & Krugner, 1986; Pedrosa- Macedo, 1993; Zanuncio et al., 1993), sendo que as últimas três famílias estão entre as mais importantes nas regiões onde o eucalipto é nativo (Ohmart & Edwards, 1991). O besouro Metallactus sp. (Chrysomelidae: Cryptocephalinae) teve seu primeiro registro, em março de 2000, na região de Boa Esperança do Sul, na Fazenda Flecha Azul, da Ripasa S/A Papel e Celulose, no Estado de São Paulo, causando danos às brotações e ponteiros, em plantios novos de Eucalyptus urophylla. Em janeiro de 2001, aproximadamente 20% das mudas e rebrotas de E. urophylla, de um total de 40.000 mudas foram atacadas e danificadas, sendo necessário substituí-las. Este trabalho teve como objetivo estudar, o ciclo biológico de Metallactus sp., em plântulas de E. urophylla e desenvolver uma técnica de criação em laboratório. 2 REVISÃO DE LITERATURA 2.1 Coleópteros desfolhadores de Eucalyptus spp. no Brasil Há poucas referências atualizadas sobre besouros desfolhadores em plantios de eucaliptos. Andrade (1928) elaborou uma lista dos insetos observados em essências florestais, em sua maioria coleobrocas. Sobre esse grupo de insetos foi desenvolvido por Mariconi (1956) um trabalho com informações gerais de algumas espécies das famílias Chrysomelidae e Scarabaeidae. Andrade (1961) e Pinheiro (1962) também forneceram uma lista dos insetos que ocorrem na cultura do eucalipto. Existe uma significativa referência bibliográfica (Silva et al., 1968) sobre as espécies de besouros desfollhadores brasileiros, inclusive Metallactus quindecimguttatus atacando Eucalyptus sp. e Psidium guajava, mas ela foi compilada só até 1963, portanto, cerca de 40 anos de pesquisas sobre besouros desfolhadores no Brasil estão, ainda, para serem inventariados (Anjos, 2002). A família Chrysomelidae tem sido reconhecida como prejudicial ao eucalipto, no Brasil, por vários autores (Berti Filho & Krugner, 1986; Pedrosa-Macedo, 1993; Zanuncio et al., 1993). Anjos (1992) estudou o ciclo de vida da principal espécie de besouro desfolhador que apresenta importância para o setor florestal brasileiro, Costalimaita ferruginea, comumente denominado besouro amarelo do eucalipto. O fato de os besouros desfolhadores serem polífagos e algumas espécies terem causado danos em vários locais, demonstra que eles têm potencial para se tornarem amplamente distribuídos e causarem maiores danos com a expansão da eucaliptocultura (Mezzomo et al., 1998). 2.2 Características gerais de Cryptocephalinae Há somente uma referência com o gênero Metallactus no Brasil (McFayden, 1987), tornando-se necessário a utilização do trabalho de Erber (1988), de abrangência mundial, como base para essa revisão. A família Chrysomelidae possui dezenove subfamílias, divididas em cinco seções, dentre elas, a seção Camptosomata, que engloba as subfamílias Clytrinae, Cryptocephalinae, Chlamisinae e Lamprosomatinae, apresentando uma peculiaridade na reprodução e desenvolvimento: as fêmeas cobrem os ovos com material fecal, formando uma camada de proteção para os ovos(“egg-case”) que, após a eclosão das larvas, será utilizada como um “estojo” de proteção (escatoteca), pelas larvas. A escatoteca aumenta à medida que as larvas crescem e por esta razão, Camptosomata são denominados, em inglês, de “casebearers” (Erber, 1988). 7 Durante a oviposição, a fêmea pousa em uma folha ou ramo da planta hospedeira e prende-se através dos dois primeiros pares de pernas, com a parte posterior do corpo dirigida para cima. O terceiro par de pernas é utilizado para, assim que o ovo sair da vulva, segurá-lo e pressioná-lo em uma depressão no sétimo esternito abdominal, em uma posição longitudinal, com a posição anterior dirigida para a cabeça da fêmea. Uma pequena porção do excremento sai do ânus e é aplicada à superfície total do ovo, através dos movimentos dos seis escleritos que cercam o ânus, juntamente com o pigidium. Os tarsos giram o ovo, aos poucos, ao redor do eixo longitudinal e as porções de excrementos são adicionadas umas as outras, até a formação de um anel que envolve uma faixa da superfície do ovo. Os tarsos movem, então, o ovo um pouco ao longo de seu eixo lateral, para trás, de forma que a próxima camada possa ser formada e adicionada à anterior. Por último, uma pequena camada de excremento é adicionada à porção polar do ovo. Depois de completar as camadas e envolver o ovo por completo, a fêmea pode simplesmente deixar o ovo (“egg-case”) cair ao solo ou, dependendo da espécie, prendê-lo ao substrato com uma substância adesiva produzida pelas glândulas anais (Erber, 1988). As “egg-case” apresentam uma grande variedade de formas, devido aos diferentes tipos de aparatos retais das fêmeas e, consequentemente, de como o material é depositado na superfície do ovo. Cryptocephalinae apresenta o material fecal depositado em fileiras espiraladas e organizadas, formando uma cobertura semelhante a um telhado com pontas proeminentes; com as placas convexas e justapostas ou, ainda, apresentando uma quilha longitudinal (Erber, 1988). 8 Após um período que pode variar de doze a vinte e oito dias, dependendo da espécie, a larva eclode através do rompimento do polo frontal do ovo, onde faz um sulco circular na parede da camada de proteção, formando uma tampa que é empurrada pela larva ao sair do ovo. A tampa é desprezada pela larva, mas a camada de proteção que cobria o ovo, depois de aberta, é carregada pela larva, formando uma estrutura de proteção (Erber, 1988). A estrutura de proteção (escatoteca) é vital para larva, pois uma vez perdida, danificada ou retirada, comprometerá sua sobrevivência, e poderá levá-la à morte por dessecação ou por dano ao abdômen (Erber, 1988; Scholler, 1999). As larvas permanecem dentro da escatoteca com o abdômen curvado, o que assegura que elas possam remover as fezes do ânus, com as mandíbulas, e adicioná- las à escatoteca, a medida que necessitam aumentar o tamanho dessa estrutura. Quando ameaçada, retrai-se para o interior da escatoteca e a cápsula cefálica, fortemente esclerotizada, forma um lacre de proteção, fechando a escatoteca. Para a locomoção ou alimentação, a larva expulsa sua cabeça e os três pares de pernas para o exterior da escatoteca, sendo que a escatoteca é presa pelo abdomen encurvado. Quando se move, a larva jovem mantém a escatoteca para cima e num plano inclinado, em relação ao solo. Larvas mais velhas arrastam-na, paralelamente ao solo (Erber, 1988). As escatotecas são ampliadas com o crescimento da larva, por adição de pequenas camadas do seu próprio material fecal, acrescido de uma secreção adesiva. Com as mandíbulas levam as fezes do ânus e aplicam-nas na extremidade da abertura da escatoteca. Quando a larva precisa alargar a escatoteca, o que acontece, provavelmente, antes de cada muda, ela abre uma linha ventral, ao longo do comprimento da escatoteca 9 e deposita, nesse local, uma pequena porção de material fecal, aumentando a área da estrutura. Antes de cada muda a larva lacra a escatoteca com uma tampa provisória, construída com excrementos e prende a escatoteca, pela abertura, contra um substrato, como madeira ou rocha, ou qualquer outra superfície sólida (Erber, 1988). Também antes da pupação a larva lacra a escatoteca, porém de forma definitiva e com o material utilizado apresentando cor e textura diferentes da tampa provisória da muda. Dentro da escatoteca, hermeticamente fechada, a larva inverte sua posição, de forma que sua cabeça passa a ocupar a posição oposta à abertura da escatoteca, por onde o adulto emergirá após fazer uma abertura circular em toda a extensão da superfície da escatoteca (LeSage, 1984; Erber, 1988). Assim como as “egg-case”, as escatotecas variam quanto a forma, sendo que a forma característica aparece somente com a larva madura e é influenciada, inicialmente, pela forma da “egg-case”. Na maioria dos casos, o lado dorsal é mais convexo que o lado ventral. A forma característica da escatoteca de Cryptocephalinae é a de um saco, que pode ter a superfície granular ou reforçada por estruturas mais fortes (LeSage, 1984; Erber, 1988). O material utilizado para a construção da “egg-case” e da escatoteca é, na maioria das espécies, constituído de fezes umedecidas com secreções produzidas por glândulas retais (Erber, 1988). 12 2.4.3 Ecdises Antes de cada muda e, em geral, durante o processo da ecdise, a larva fica por um período mais longo, dentro da escatoteca, fixando a abertura em algum substrato sólido. Na maioria dos casos a abertura é fechada hermeticamente com fezes. As larvas que vivem em material em decomposição e não encontram uma base sólida, recortam um orifício em uma folha e lacram-no, de tal modo que as fezes sobrepõem as extremidades do buraco, no lado oposto. Apesar das tampas provisórias fornecerem um indício do processo de muda, é difícil precisar o número porque para acompanhar o processo, a escatoteca deveria ser aberta, o que normalmente conduziria à morte da larva. Outro fator limitante é o fato da larva devorar a exúvia (Erber, 1988). Diversos autores, citados por Erber (1988) observaram três ínstares, como Fiori3 para Cryptocephalus frenatus, Medvedev4 para C. octomaculatus, Medvedev & Zaitzev5 para Cryptocephalus sp. e Pachybrachis sp.; Masutti (1960) observou quatro ínstares para C. pini. LeSage (1985; 1986) observou cinco ínstares para C. venustus. 3 Fiori, G. Contributi alla connescenza morfologica ed etologica dei Colleotteri. V. Coptocephala kusteri Kraatz e Cryptocephalus frenatus Laich. Boll. Ist. Ent. Univ. Bologna., v.18, p.182-196, 1951. 4 Medvedev, L. N. Systematics and Biology of the Larvae of the Subfamily Clytrinae (Coleoptera, Chrysomelidae). Zool. Zh., v.41, n.9, p.1334-1344, 1962. 5 Medvedev, L. N.,Zaitzev, Y. M. The Larvae of Chrysomelid Beetles of Siberia and the Far East. Nauka, Moscow, 182p., 1978. 13 2.4.4 Pupa A larva madura fixa-se a uma base sólida e fecha, hermeticamente, a abertura da escatoteca. Entre as espécies que vivem no solo, isto ocorre principalmente em detritos vegetais, sob as rochas ou mesmo perfurando um pequeno orifício a poucos centímetros do solo. As larvas de espécies fitófagas, provavelmente, pupam próximo das plantas hospedeiras. As espécies mirmecófilas procuram um substrato sólido no interior dos ninhos das formigas (LeSage, 1984; Erber, 1988). A duração do período pupal está entre 12 e 28 dias para os representantes da seção Camptosomata., considerando o tempo que as larvas permanecem imóveis (pré- pupa) e o tempo que de fato elas levam para transformar-se em pupa. O adulto permanece na escatoteca por 2 a 3 dias, antes de abrí-la e sair (Erber, 1988; LeSage, 1984). Masutti (1960), observou um período de 2-8 dias para o desenvolvimento pupal de Cryptocephalus pini. 2.4.5 Duração do ciclo de vida O período de desenvolvimento, de ovo à emergência do adulto, pode ser de aproximadamente um ano, como observado por LeSage (1986) para Cryptocephalus quadruplex e C. venustus (América do Norte) e por Masutti (1960), para C. pini, Medvedev4, citado por Erber (1988), relatou dois anos para C. octomaculatus. De acordo com Medvedev & Zaitzev5, citados por Erber (1988), todos os Cryptocephalinae, 14 inclusive Pachybrachis sp., precisam de dois anos para o desenvolvimento completo, na Sibéria. Segundo Erber (1988), as larvas de algumas espécies podem desenvolver- se rapidamente, de forma que estão prontas para pupar após um ano, entretanto, outras da mesma espécie, necessitam de dois anos para pupar e, algumas poucas, de três anos ou mais, fenômeno também observado para Pachybrachis sp. por LeSage (1985), ocorrendo ainda, larvas de algumas espécies podem interromper a alimentação por um longo período de tempo, mesmo quando há abundância de alimento. Erber6, citado por Erber (1988) relatou que os adultos de Cryptocephalus flavipes e C. cyanipes iniciam suas atividades, na América do Norte, em maio e junho, período em que as fêmeas colocam os ovos. As larvas que eclodem hibernam quando maduras e começam a pupar em abril ou maio do ano seguinte. Segundo White (1975) Metallactus sp. aff. nigrofasciatus também hiberna como larva madura. 6 Erber, D. Beitrag zur Entwicklungsbiologie mitteleuropäischer Clytrinen und Cryptocephalinen (Coleoptera, Chrysomelidae). Zool. Jb. Syst., v.96, p.453-477, 1969. 17 Para Milanez (1995) a utilização de tecido tipo “gaze” para a postura, facilita a coleta de ovos, pois a retirada é feita mergulhando-se o tecido em água ou através de lavagens sucessivas em água corrente (Ávila et al., 2000), substituindo-se a utilização do pincel que normalmente danifica os ovos (Herzog et al., 1974; Holcomb & Fulton, 1978). Diversos produtos químicos, em variadas concentrações, foram utilizados para o tratamento dos ovos de crisomelídeos para evitar a contaminação por fungos e bactérias. Marrone et al., (1985) testaram vários produtos e obtiveram êxito colocando os ovos em solução de Clorex (1%) por cinco minutos, lavagem com água destilada e, após, em solução de ácido paracético (0,25%) por dois minutos. Herzog et al., (1974) e Gonzalez et al., (1982) utilizaram uma solução cúprica (1%) durante cinco minutos. Holcomb & Fulton (1978) trataram o substrato para postura com hipoclorito de sódio. O mesmo produto foi utilizado por Haji (1981), na concentração de (0,005%); por Pecchioni (1988) e Milanez (1995) na concentração de (0,05%) por dois minutos. Solução de sulfato cúprico na concentração de 1% foi usado por Milanez (1988). 2.6.2 Desenvolvimento larval e pupal As fases imaturas caracterizam-se por serem mais frágeis, susceptíveis a microorganismos, especialmente fungos, e por sofrerem grande influência da falta ou do excesso de umidade dos substratos utilizados para a criação (Dominique & Yule, 1983; Oloumi-Sadeghi & Levine, 1989; Milanez, 1995). 18 Os crisomelídeos, após completarem a fase larval, se dirigem ao solo onde constróem uma espécie de câmara para se transformarem em pré-pupa e, posteriormente, em pupa (Milanez, 1995). A sobrevivência das pupas é afetada quando elas são retiradas da câmara pupal, sofrendo a influência direta das condições do ambiente (Jackson, 1986). O substrato padrão para criação de Diabrotica spp. têm sido plântulas de milho. Assim, Rimando et al., (1966) mantiveram larvas de D. virgifera em recipientes contendo vermiculita e plântulas de milho recém-germinadas. Plântulas da planta hospedeira, tratadas com diferentes produtos químicos para evitar a contaminação, têm sido utilizadas na criação de várias espécies de crisomelídeos. Larvas de Cerotoma trifurcata foram criadas por Herzog et al. (1974) utilizando-se cotilédones de soja, feijão e caupi, tratados com uma solução de sulfato de cobre a 0,5%; Holcomb & Fulton (1978), trabalhando com a mesma espécie, utilizaram sementes germinadas de caupi tratadas com uma solução de hipoclorito de sódio a 10% e, como substrato, areia, solo, vermiculita e esterco, umedecido com água destilada e esterilizado. Plântulas de milho e tubérculos de batatinha (Solanum tuberosum) foram utilizados por Haji (1981) para larvas de D. speciosa. Gonzalez et al. (1982) alimentaram larvas de D. balteana e C. facialis com “seedlings” de milho e feijoeiro. Para a pupação utilizaram como substrato, areia fina umedecida colocada em placa de Petri. 19 Dominique & Yule (1983) criaram D. longicornis utilizando “seedlings” de milho para o desenvolvimento larval, em papel umedecido com água destilada. Para pupação, foi utilizado solo umedecido com água. Fernandes (1986) utilizou sementes de feijão em placas de Petri, na criação de larvas de C. arcuata e Pecchioni (1988) alimentou larvas de D. speciosa com “seedlings” de milho e, para a pupação, utilizou como substrato, areia fina esterilizada e umedecida. Larvas de D. speciosa foram alimentadas com plântulas de milho híbrido por Silva-Werneck et al. (1995) que utilizou, como substrato, solo arenoso autoclavado na proporção de 56% de areia, 16% de silte e 28% de argila. Raízes seminais de milho pipoca foram utilizadas por Milanez (1995) para alimentar larvas de D. speciosa. Próximo ao final do terceiro ínstar, as larvas foram transferidas para uma bandeja de pupação com duas divisões. Uma divisão foi forrada com papel germiteste úmido, com sementes germinadas de milho, onde as larvas foram colocadas; na outra divisão, foi colocada uma mistura (1:1) de solo e areia fina úmida. No transcorrer da mudança de fase, as larvas locomoviam-se, através de orifícios, para a segunda divisão para pupar. Salas (1998) utilizou sementes pré-germinadas de feijão para a alimentação de larvas de C. arcuata, em substrato contendo terra esterilizada. Pré-pupas e pupas foram colocadas em copos plásticos contendo mistura de terra, vermiculita e areia (2:1:1) e um chumaço de algodão umedecido diariamente. 22 Ávila (1999) utilizou gaiola de alumínio, com paredes de acrílico transparente na parte frontal e revestida lateralmente e posteriormente com tela de “nylon”. Uma tela de “nylon” foi colocada no centro do fundo da gaiola para evitar o excesso de umidade e facilitar a limpeza. 2.7 Condições controladas em laboratório Skelton & Hunter (1970) mantiveram os adultos e o período de desenvolvimento embrionário com temperatura de 30,5 0C e umidade relativa de 72%. Para o desenvolvimento larval a temperatura foi de 270C e umidade relativa de 40-50%. Sutter et al., (1971), para o estudo de D. undecimpunctata em dieta artificial, utilizaram, para o desenvolvimento embrionário, temperatura de 26,50C e umidade relativa de 75±5%. Holcomb & Fulton (1978) mantiveram a câmara de incubação para C. trifurcata com temperatura de 280C, umidade relativa de 60% e fotoperíodo de 24 horas. Para estudar o ciclo vital de C. arcuata tingomariana Heineck & Corseuil (1995) usaram temperatura de 26±2ºC, umidade relativa de 70±10% e fotofase de 14 horas. Silva-Werneck et al., (1995) utilizaram, para todas as etapas de criação de D. speciosa, temperatura de 26±20C, umidade relativa de 70±10% e fotofase de 14 horas. Milanez (1995) e Ávila (1999) realizaram os estudos de laboratório com temperatura de 25 ±20C, umidade relativa de 60 ± 10% e fotofase de 14 horas, também para D. speciosa. 23 McFadyen (1987) manteve a criação de Metallactus patagonicus em folhas de B. articulata, para realizar estudos sobre sua biologia, sob as condições ambientais de 15 –25 C e umidade relativa entre 70–90 %. Para estudar os parasitóides de Cryptocephalus sp., Schöller (1999) manteve as larvas do hospedeiro em câmaras climatizadas à temperatura de 26°C e umidade relativa de 75%. 3 MATERIAL E MÉTODOS A pesquisa foi desenvolvida no Laboratório de Entomologia Florestal do Departamento de Entomologia, Fitopatologia e Zoologia Agrícola, da Escola Superior de Agricultura “Luiz de Queiroz”, em Piracicaba, São Paulo. Os experimentos foram desenvolvidos em câmara climatizada, tipo BOD mantida a temperatura de 25±1oC, umidade relativa de 90±5% e fotofase de 14 horas, com a espécie Metallactus sp. (Coleoptera: Chrysomelidae: Cryptocephalinae), tendo como planta hospedeira, plântulas de Eucalyptus urophylla S. T. Blake. 3.1 Avaliação dos parâmetros biológicos Os parâmetros biológicos observados foram: Fase de ovo – período de incubação e viabilidade; Fase de larva – duração, viabilidade e número de ínstares; Fase de pupa - duração, viabilidade e peso da pupa; Fase adulta – duração do ciclo total (ovo -adulto), duração dos períodos de pré- oviposição, oviposição, capacidade de postura, ritmo de postura, longevidade de machos e fêmeas, razão sexual e dimorfismo sexual.
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