Ecologia marinha

Ecologia marinha

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Tipos de arrastos (trajectos verticais, horizontal e oblíquo)

As redes de plâncton podem ser arrastadas segundo trŒs trajectos principais: (i) vertical; (i) horizontal e (ii) oblíquo. A velocidade de arrasto pode ser variÆvel dependendo do tipo de engenho utilizado e do tipo de planctontes a amostrar. As colheitas efectuadas segundo um trajecto vertical sªo usualmente efectuadas a baixa velocidade (0,7 a 1,0 ms-1), recorrendo-se por vezes à lastragem do engenho (dependente do tipo de rede utilizada). Os arrastos horizontais podem ser realizados a diversas profundidades e as redes utilizadas podem estar munidas de dispositivos de abertura e fecho. Podem ser realizados a velocidades lentas (1 a 2 nós) ou rÆpidas (4 a 8 nós). Num arrasto oblíquo a rede Ø geralmente lastrada com um auxílio de um depressor por forma a estabilizÆ-la durante o trajecto. Os arrastos verticais e os arrastos oblíquos sªo talvez os mais utilizados na colheita quantitativa de zooplanctontes. Nalguns estudos específicos, tais como a avaliaçªo das migraçıes verticais nictemerais, ou ainda a colheita de zooplâncton estuarino, os arrastos horizontais a diversas profundidades da coluna de Ægua sªo realizados de um modo sistemÆtico. A distância percorrida pelo engenho de colheita, o volume de Ægua filtrado e a mÆxima profundidade atingida por este podem ser avaliadas recorrendo a diversos dispositivos (fluxómetros, inclinómetros, sondas batimØtricas, etc.). Os fluxómetros sªo utilizados na determinaçªo do volume de Ægua filtrado pela rede de plâncton durante a amostragem. Estes dispositivos contŒm uma hØlice e um contador de revoluçıes que, após uma calibraçªo prØvia, permitem a avaliaçªo rigorosa da distância percorrida, da velocidade de arrasto e finalmente do volume de Ægua filtrado. Após a realizaçªo de cada colheita deve efectuar-se imediatamente a leitura do fluxómetro e da sonda batimØtrica e posteriormente proceder à lavagem cuidadosa da rede utilizando Ægua corrente, com a finalidade de evitar a "contaminaçªo" de amostras ulteriores. Esta operaçªo deve ser efectuada utilizando uma pressªo da Ægua suficiente para destacar os organismos planctónicos aderentes à rede, sem no entanto os danificar. A massa de plâncton concentrada no copo da rede Ø posteriormente fixada e conservada para estudo ulterior, recorrendo a diversos produtos químicos.

Fixaçªo e conservaçªo dos planctontes, Tipos de fixadores e conservantes e anestesiantes, Armazenagem

Após a realizaçªo de uma colheita, os planctontes devem ser imediatamente fixados recorrendo-se à utilizaçªo de diversos produtos químicos. A fixaçªo rÆpida do material recolhido minimiza a degradaçªo dos planctontes (os fenómenos de autólise e degradaçªo bacteriana tŒm início logo após a morte). O fixador e conservante mais utilizado Ø o formol. Podem-se no entanto usar outros produtos químicos com bons resultados. A fixaçªo do Fitoplâncton pode ser efectuada por exemplo com Lugol. Um grande nœmero de organismos microzooplanctónicos sªo destruídos durante o processo de fixaçªo tornando a sua posterior identificaçªo praticamente impossível (neste caso Ø por vezes necessÆrio proceder à anÆlise da amostra nªo fixada). As amostras de zooplâncton sªo habitualmente fixadas com formol a 3 ou 5% tamponizado (por exemplo com tetraborato de sódio). É importante que o Ph do líquido fixador seja bÆsico (compreendido entre 8 e 9) para que as substâncias esquelØticas dos zooplanctontes se mantenham intactas. Podem utilizar-se anestesiantes previamente à fixaçªo no intuito de preservar em melhores condiçıes os planctontes (e.g. MS-2). A conservaçªo definitiva dos organismos planctónicos deve ser efectuada alguns dias após a sua fixaçªo. O líquido conservante deve ser escolhido tendo em consideraçªo os taxa. Cnidaria, Ctenophora, Annelida e Cordata podem ser conservados em Ælcool. Na maioria dos casos, no entanto, os planctontes devem ser conservados de um modo definitivo com formol tamponizado (pH 8,5) em concentraçıes de 2,5 a 5%. As amostras de plâncton devem ser armazenadas em frascos de vidro com uma capacidade adequada (o líquido conservante deve preencher pelo menos 2/3 do volume do recipiente) convenientemente etiquetados. A conservaçªo definitiva dos planctontes deve ser igualmente efectuada em frascos de vidro de pequenas dimensıes.

Tratamento laboratorial, Fracionamento das amostras, Tipos de fraccionadores (Folsom, Motoda, pipteta de Stempel)

Na anÆlise laboratorial de uma amostra de plâncton Ø comum recorrer-se à subdivisªo da mesma com a finalidade de facilitar o seu estudo. O nœmero de planctontes recolhido Ø usualmente muito elevado pelo que se torna impraticÆvel estudar a totalidade da amostra. Podem utilizar-se diversos fraccionadores, nomeadamente: (i) pipeta de Stempel; (i) fraccionador de Folsom ("Folsom Plankton Splitter"); (ii) fraccionador de Motoda, entre outros. A pipeta de Stempel Ø habitualmente usada no estudo das comunidades fitoplanctónicas e microzooplanctónicas. O fraccionador de Folsom e o de Motoda (cilíndrico ou paralelipipØdico) tŒm uma utilizaçªo mais expandida. Ambos permitem subdividir a amostra em sucessivas alíquotas com um grau de precisªo variÆvel. A utilizaçªo do fraccionador de Folsom permite obter erros compreendidos entre 5 e 15% nas estimativas de abundância. O estudo dos planctontes efectuado com base nestas subamostras pode ser posteriormente extrapolado para a totalidade da colheita.

Triagem e enumeraçªo dos planctontes

Após realizadas as sucessivas subamostras torna-se necessÆrio separar ou triar e enumerar os planctontes. A separaçªo dos planctontes a estudar pode ser efectuada na totalidade (no caso destes serem pouco abundantes) ou em parte da amostra. A enumeraçªo dos mesmos pode ser realizada simultaneamente. A triagem e enumeraçªo dos planctontes Ø efectuada com o auxílio de um microscópio (microscópio de inversªo no caso do estudo de fitoplanctontes e microzooplanctontes) e de uma lupa estereoscópica (restantes zooplanctontes). Estas operaçıes sªo realizadas em câmaras específicas de contagem (câmara de sedimentaçªo, câmara de Dollfus, câmara de Bogorov, câmara de Sedwick-Rafter, etc.).

MØtodos utilizados no estudo quantitativo de amostras de fito- e zooplâncton, Biomassa fitoplanctónica e zooplanctónica

Os estudos quantitativos do fitoplâncton sªo usualmente efectuados atravØs da medida dos pigmentos, particularmente da clorofila. A concentraçªo em clorofila a, b, e c (expressa em µg/ml ou mg/m3) permite avaliar a biomassa clorofilina de fitoplâncton. Estas mediçıes sªo efectuadas recorrendo a mØtodos espectrofotomØtricos ou fluorimØtricos. A biomassa do fitoplâncton pode igualmente ser expressa atravØs da avaliaçªo do volume celular ou volume plasmÆtico por unidade de volume (mm3 ou µ3 de Ægua). A biomassa deduzida atravØs do volume das cØlulas fitoplanctónicas Ø no entanto menos precisa e mais morosa (envolve a observaçªo e mediçªo de um grande nœmero de fitoplanctontes com o auxílio de um microscópio de inversªo) relativamente à determinaçªo da biomassa clorofilina. O volume de plâncton representa uma medida aproximada da biomassa zooplanctónica. Esta pode ser usualmente expressa em termos do volume de sedimentaçªo, volume deslocado, peso fresco, peso seco, peso orgânico seco, etc. Os mØtodos mais prÆticos de avaliar a biomassa sªo a determinaçªo do biovolume deslocado e do peso fresco. Estas determinaçıes devem no entanto ser efectuadas com algumas precauçıes uma vez que nªo representam um valor preciso da biomassa. As determinaçıes da biomassa sªo muitas vezes usadas em estudos de productividade, da condiçªo nutricional e do papel desempenhado pela espØcie em questªo na cadeia trófica. O volume deslocado de uma amostra de zooplâncton pode ser avaliado determinando em primeiro lugar o volume da totalidade do líquido conservante incluindo a amostra. Em seguida esta Ø filtrada com o auxílio de filtros com um poro inferior ao da rede usada, e o volume do líquido Ø de novo medido. A diferença das mediçıes representa o volume do plâncton. O volume de sedimentaçªo pode ser medido com o auxílio de uma proveta graduada cilíndrica ou cónica, após um período de sedimentaçªo nªo inferior a 24h, procedendo ou nªo à remoçªo do líquido conservante. O peso fresco de uma amostra de zooplâncton Ø determinado após a remoçªo, tªo completa quanto possível, da Ægua intersticial. Esta pode ser eliminada por filtraçªo em vÆcuo ou utilizando papel de filtro. Os valores sªo usualmente expressos em mg x m-3. O peso seco e o peso orgânico seco devem ser idealmente determinados em amostras de plâncton frescas uma vez que a sua fixaçªo e ulterior conservaçªo altera consideravelmente o valor obtido. Estes procedimentos inviabilizam geralmente a anÆlise ulterior das amostras. A determinaçªo das dimensıes dos zooplanctontes podem ser importantes no estudo da idade e crescimento de algumas populaçıes. As taxas de crescimento podem ser deste modo avaliadas determinando as dimensıes dos planctontes numa escala temporal. Pode igualmente determinar-se a variaçªo temporal do volume dos zooplanctontes. As mediçıes necessÆrias sªo efectuadas com o auxílio de um microscópio ou de uma lupa estereoscópica munidos de uma ocular micromØtrica calibrada previamente. Os estudos da composiçªo química dos organismos planctónicos devem ser efectuados em material fresco. Amostras conservadas nªo sªo adequadas para este efeito. As amostras recolhidas com esta finalidade podem ser congeladas.

Identificaçªo dos planctontes

Existem numerosas referŒncias bibliogrÆficas relacionadas com a identificaçªo dos fitoplanctontes. Nªo existem monografias completas que permitam identificar com segurança a totalidade dos organismos fitoplanctónicos presentes numa determinada Ærea.

2.6- Ecologia do fitoplâncton Constituiçªo

A fracçªo vegetal do plâncton (i.e. o fitoplâncton) Ø constituída por organismos fotoautotróficos capazes de sintetizar matØria orgânica atravØs do processo fotossintØtico. O fitoplâncton Ø responsÆvel por grande parte da produçªo primÆria nos oceanos (definida como a quantidade de matØria orgânica sintetizada pelos organismos fotossintØticos e quimiossintØticos). O fitoplâncton Ø essencialmente constituído por algas microscópicas unicelulares (excepcionalmente pluricelulares) isoladas ou coloniais, com dimensıes compreendidas entre alguns µm e algumas centenas de µm. Como exemplos de fitoplanctontes pluricelulares podem mencionar-se os Sargassos, algas castanhas da ordem Fucales com algumas dezenas de cm, dotados de flutuadores esfØricos e que abundam no Atlântico central (25” a 35” Lat.N) (mar dos Sargassos) e ainda algumas algas do gØnero Antithamion que ocorrem nas costas australianas. De entre as algas unicelulares do fitoplâncton podem mencionar-se em primeiro lugar as DiatomÆceas

(Bacillariophyceae) e em segundo lugar os Dinoflagelados (Dinophyceae). Outros grupos de algas flageladas podem constituir igualmente uma fracçªo importante do fitoplâncton, nomeadamente Coccolithophoridae, Haptophyceae, Chrysophyceae (Silicoflagelados), Cryptophyceae e algumas algas Chlorophyceae. As DiatomÆceas constituem as formas dominantes do fitoplâncton. Muitos gØneros sªo unicelulares (e.g. Coscinodiscus) mas existem igualmente formas coloniais em cadeia (e.g. Chaetocerus) ou com padrıes distintos (e.g. Asterionella). Estas associaçıes parecem ter uma funçªo essencialmente mecânica, uma vez que as cØlulas podem subsistir independentemente. As formas coloniais podem representar adaptaçıes à vida no domínio pelÆgico com o consequente aumento de flutuabilidade. A principal característica das DiatomÆceas Ø o seu esqueleto externo (frœstula), constituído essencialmente por silício e composto por duas valvas que se sobrepıem. Em muitas DiatomÆceas a valva superior (epiteca) e a inferior (hipoteca) sobrepıem-se de um modo idŒntico ao de uma caixa de Petri. Cada valva consiste numa placa achatada e convexa cuja forma Ø característica para cada espØcie (circular, elíptica, triangular, quadrada, poligonal ou irregular). Estas valvas podem exibir uma ornamentaçªo mais ou menos desenvolvida. Alguns autores dividiram as DiatomÆceas em Penadas e CŒntricas. As DiatomÆceas Penadas tŒm cØlulas mais ou menos alongadas numa direcçªo podendo apresentar uma simetria bilateral na estrutura das valvas. Podem existir assimetrias secundÆrias por deformaçªo. A maioria das DiatomÆceas Penadas sªo formas bentónicas, mas algumas formas sªo tipicamente planctónicas (e.g. Thalassiothrix, Thalassionema, Asterionella, Nitzschia, etc.). Nas DiatomÆceas CŒntricas as valvas possuem uma simetria radial, por vezes menos aparente (e.g. Coscinodiscus, Skeletonema, Thalassiosira, Rhizosolenia, etc.). Os Dinoflagelados constituem tambØm uma parte importante do fitoplâncton. Possuem dois flagelos quase sempre com uma disposiçªo ortogonal : um longitudinal e outro perpendicular ao primeiro. Existem espØcies de Dinoflagelados fotoautotróficos e outras desprovidas de pigmentos clorofilinos (formas heterotróficas). Outras formas existem que podem exibir os dois tipos de nutriçªo (formas mixotróficas). Alguns Dinoflagelados libertam toxinas que podem ser prejudiciais a um grande nœmero de organismos. Algumas espØcies sªo responsÆveis por marØs vermelhas. Os Coccolitoforídeos sªo flagelados por vezes muito abundantes que se caracterizam essencialmente por possuirem uma cØlula revestida exteriormente por pequenas placas calcÆreas (coccolitos). Apresentam formas extremamente variadas. No domínio estuarino o fitoplâncton Ø sobretudo constituído, tal como no meio marinho, por DiatomÆceas e Dinoflagelados. As DiatomÆceas sªo comparativamente mais abundantes, mas os Dinoflagelados podem proliferar em certas Øpocas do ano. Na maioria dos sistemas estuarinos a produçªo primÆria do fitoplâncton nªo desempenha um papel preponderante nas cadeias tróficas. As algas e plantas bentónicas (e.g. Zostera) sªo responsÆveis por grande parte da productividade primÆria. Populaçıes marinhas temporÆrias ou permanentes de DiatomÆceas (Skeletonema, Nitzschia, Thalassiosira, Coscinodiscus, Rhizosolenia, Chaetoceros) e Dinoflagelados (Prorocentrum, Peridinium) podem desempenhar um papel importante nas regiıes a jusante de um estuÆrio. EspØcies tipicamente estuarinas sªo naturalmente muito abundantes. Algumas DiatomÆceas bentónicas podem igualmente surgir no seio do plâncton devido sobretudo aos movimentos de turbulŒncia induzidos pelas correntes de marØ. Pode assistirse igualmente nos sistemas estuarinos à ocorrŒncia de marØs vermelhas causadas sobretudo pela proliferaçªo maciça de Dinoflagelados. Os fitoplanctontes presentes nos estuÆrios tendem a ser quantitativamente abundantes mas a sua diversidade Ø geralmente pouco elevada.

Estudos quantitativos, Biomassa

A importância do fitoplâncton como estando na base de grande parte da produçªo primÆria nos oceanos justificou a realizaçªo de um grande nœmero de estudos qualitativos. A identificaçªo e enumeraçªo dos fitoplanctontes pode ser efectuada num volume de Ægua determinado tendo por finalidade entre outros aspectos a determinaçªo da biomassa fitoplanctónica. Esta determinaçªo deve ter em consideraçªo que os volumes plasmÆticos das cØlulas variam consideravelmente no seio de uma mesma espØcie e entre espØcies distintas, devido à existŒncia de numerosos vacœolos. Os resultados sªo expressos em µ3 ou mm3 por volume de Ægua. A biomassa deduzida atravØs do volume das cØlulas fitoplanctónicas Ø no entanto menos precisa e mais morosa relativamente à determinaçªo da biomassa clorofilina. A contagem e identificaçªo de fitoplanctontes envolve a utilizaçªo de um microscópio de inversªo (mØtodo de Utermöhl) após a sua concentraçªo e sedimentaçªo em câmaras apropriadas (Sedgwick-Raffer, Palmes-Maloney, Petroff-Hausser, etc.). As mediçıes dos fitoplanctontes devem ser efectuadas com o auxílio de uma ocular micromØtrica calibrada. A biomassa avaliada a partir do volume plasmÆtico Ø usualmente afectada de grande imprecisªo devido às diferenças encontradas nas estruturas celulares dos fitoplanctontes. Procurou-se deste modo quantificar de um modo mais rÆpido e directo a biomassa fitoplanctónica. A medida dos pigmentos e em particular da clorofila parece fornecer uma indicaçªo precisa da biomassa clorofilina e da capacidade fotossintØtica do fitoplâncton. Um extracto acetónico de plâncton tem um espectro de absorçªo característico com dois picos principais situados aproximadamente nas regiıes dos 400/500nm e 650nm do espectro electromagnØtico. O œltimo destes picos Ø devido quase exclusivamente às clorofilas. Com a finalidade de determinar os pigmentos clorofilinos o fitoplâncton deve ser concentrado filtrando o volume de Ægua recolhido atravØs de um filtro de celulose ou derivado da celulose com um poro de 0,45 a 0,65µm. Pode usar-se uma bomba de vÆcuo para facilitar a filtraçªo da Ægua (um poder de sucçªo de 2/3 atm Ø habitualmente utilizado). Os pigmentos retidos por este processo de filtraçªo sªo dissolvidos utilizando acetona a 90% e o extracto acetónico Ø posteriormente centrifugado (10min a 4000/5000g). As mediçıes dos pigmentos sªo efectuadas recorrendo ao auxílio de um espectrofotómetro. Efectuando medidas em trŒs comprimentos de onda distintos Ø possível determinar a quantidade de cada uma das clorofilas (a, b e c) nas amostras. A avaliaçªo da concentraçªo em pigmentos fotossintØticos pode ser igualmente efectuada recorrendo a um fluorómetro. As tØcnicas fluoromØtricas tŒm um limite de detecçªo cerca de 10 vezes superior às tØcnicas espectrofotomØtricas pelo que sªo por vezes utilizadas quando as concentraçıes sªo baixas ou a sua amplitude de variaçªo Ø reduzida. Este mØtodo alternativo consiste nªo na utilizaçªo da absorvância da luz pela clorofila (espectrofotómetria) mas sim na sua fluorescŒncia, ou seja na sua capacidade de emitir radiaçªo luminosa. Um extrato acetónico de clorofila Ø excitado por energia luminosa usualmente com um comprimento de onda de 430nm emitindo radiaçªo nos 670nm. Após o desenvolvimento de fluorómetros extremamente sensíveis torna-se possível utilizar esta metodologia in situ sendo deste modo determinada a concentraçªo em clorofila directamente na Ægua e por vezes em contínuo. Uma causa importante de erro na determinaçªo da biomassa fitoplanctónica atravØs da avaliaçªo da concentraçªo clorofilina reside na ocorrŒncia de feofitina que representa uma forma de degradaçªo da clorofila. A acidificaçªo da clorofila induz a sua transformaçªo em feofitina, o que sucede por exemplo nos restos fecais rejeitados em quantidades apreciÆveis pelos copØpodes herbívoros. A partir do conhecimento da concentraçªo em clorofila contida numa determinada amostra Ø possível deduzir a quantidade de carbono. O teor em clorofila dos fitoplanctontes pode igualmente variar ao longo de um período circadiano. Existem ainda outros mØtodos susceptíveis de serem utilizados na avaliaçªo da biomassa fitoplanctónica. Nestes incluem-se os mØtodos empregues na mediçªo de partículas presentes na Ægua (seston) que incluem naturalmente organismos fitoplanctónicos. De entre estas partículas sestónicas o fitoplâncton representa na grande maioria dos casos uma fracçªo importante mas podem igualmente estar presentes organismos zooplanctónicos e partículas orgânicas nªo vivas (tripton). O contador de Coulter pode ser utilizado na enumeraçªo das partículas sendo em certos casos possível determinar o seu volume. Trata-se de um mØtodo nªo selectivo uma vez que nªo permite diferenciar as partículas enumeradas. Um outro mØtodo consiste em dosear, após a filtraçªo de um determinado volume de Ægua, o carbono, o azoto e os glœcidos orgânicos atravØs de diversos procedimentos mais ou menos complexos. As partículas triptónicas nªo sªo, no entanto, eliminadas nas determinaçıes. Pode ainda dosear-se o ATP (adenosina trifosfato) que intervŒm nas reaçıes energØticas da matØria viva e que desaparece rapidamente após a morte das cØlulas. A taxa de ATP na matØria viva Ø no entanto extremamente variÆvel sendo característica para cada espØcie. No domínio estuarino as estimativas da biomassa sªo dificultadas devido à existŒncia de grande quantidade de detritos sestónicos (incluindo detritos de microalgas bentónicas).

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